Vergleich der Variabilität der Mortalitätsdaten, die durch den CDC-Flaschen-Bioassay, den WHO-Röhrchentest und den Bioassay zur topischen Anwendung unter Verwendung von Aedes aegypti-Mücken generiert wurden

Parasites & Vectors Band 15, Artikelnummer: 476 (2022) Diesen Artikel zitieren

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Insektizidresistenzen bleiben ein großes Problem der öffentlichen Gesundheit. Die Resistenzüberwachung ist für eine wirksame Vektorkontrolle und Planung des Resistenzmanagements von entscheidender Bedeutung. Häufig verwendete Insektizid-Empfindlichkeits-Bioassays für Mücken sind der CDC-Flaschen-Bioassay und der WHO-Röhrchentest. Der Bioassay zur topischen Anwendung wird auf diesem Gebiet weniger häufig verwendet, gilt jedoch als Goldstandard für die Beurteilung der Anfälligkeit für Insektizide bei der Entwicklung neuartiger Insektizide. Jeder dieser Biotests weist entscheidende Unterschiede in der Art und Weise auf, wie sie die Insektizidanfälligkeit beurteilen, was sich auf ihre Fähigkeit auswirkt, zwischen resistenten und anfälligen Populationen zu unterscheiden oder unterschiedliche Resistenzintensitätsgrade zu bestimmen.

Wir verglichen den CDC-Flaschen-Bioassay, den WHO-Röhrchentest und den Bioassay zur topischen Anwendung, um die Dosis-Wirkungs-Beziehung gegen Deltamethrin (DM) unter Verwendung des DM-resistenten Aedes aegypti-Stamms MC1 zu ermitteln. Mücken wurden einer Reihe von Insektizidkonzentrationen ausgesetzt, um eine Dosis-Wirkungs-Kurve zu erstellen und die Variation rund um die Modellvorhersagen zu bewerten. Darüber hinaus wurden 10 Replikate von 20–25 Mücken einer festen Dosis mit mittlerer Mortalität ausgesetzt, um den Grad der Variation in der Mortalität zu bestimmen.

Der Bioassay zur topischen Anwendung wies die geringste Variation in den Dosis-Wirkungs-Daten auf, gefolgt vom WHO-Röhrchentest. Der CDC-Flaschen-Bioassay wies die größte Variation auf. Im Experiment mit fester Dosis wurde ebenfalls eine höhere Varianz für den CDC-Flaschen-Bioassay im Vergleich zum WHO-Röhrchentest und dem Bioassay zur topischen Anwendung festgestellt.

Diese Daten deuten darauf hin, dass der CDC-Flaschen-Bioassay die geringste Aussagekraft und der Bioassay zur topischen Anwendung die höchste Aussagekraft hat, um zwischen resistenten und anfälligen Populationen zu unterscheiden und Veränderungen im Laufe der Zeit und zwischen Populationen zu beurteilen. Diese Beobachtung hat erhebliche Auswirkungen auf die Interpretation der Überwachungsergebnisse verschiedener Tests. Letztendlich wird es wichtig sein, optimale Instrumente zur Überwachung der Insektizidresistenz im Hinblick auf das Überwachungsziel, die Praktikabilität vor Ort und die Genauigkeit des Instruments zur Erreichung dieses Ziels zu diskutieren.

Insektizidresistenz ist ein anhaltendes evolutionäres Problem. Es hat zur Aufrechterhaltung von durch Mücken übertragenen Krankheiten wie Zika, Dengue-Fieber, Chikungunya-Fieber und Malaria beigetragen, da Maßnahmen zur Vektorkontrolle wie Beschlagen und insektizide Moskitonetze versagt haben [1,2,3,4]. Eine intensive Überwachung der Insektizidresistenz alter und neuer Insektizide und verbesserte Resistenzmanagementstrategien sind von entscheidender Bedeutung für die wirksame Bekämpfung vektorübertragener Krankheiten [2, 5, 6]. Überwachungsdaten werden verwendet, um Resistenzprofile in einem bestimmten Gebiet zu identifizieren. Dies kann dazu beitragen, festzustellen, wann und wo Resistenzen auftreten oder sich ausbreiten, und als Grundlage für Strategien zur Resistenzprävention dienen. Die frühzeitige Erkennung von Resistenzen ermöglicht eine Änderung des Einsatzes von Insektizidklassen, und eine genaue Datenerfassung in diesen Umgebungen ist unerlässlich, da es wichtig ist, Resistenzen nicht zu unter- oder zu überschätzen. Eine Unterschätzung könnte zur fortgesetzten Verwendung einer wirkungslosen Chemikalie und damit zu einer verminderten Vektorkontrolle, zur Verschwendung von Ressourcen (Geld und Zeit) durch die Anwendung eines unwirksamen Produkts und zur potenziellen Selektion höherer Resistenzniveaus in der Mückenpopulation führen. Zu solchen falsch-negativen Beobachtungen kann es kommen, wenn die Empfindlichkeit des Assays nicht ausreicht, um eine Mortalität von weniger als 90 oder 97 % genau zu ermitteln, die Probengröße klein ist (was zu falschen Ergebnissen aufgrund zufälliger Variationen führt) und die Assayvorbereitung ungenau ist (Mücken nehmen mehr Insektizide auf). als beabsichtigt), grobe Handhabung (Mücken werden durch grobe Handhabung statt durch Insektizidexposition abgetötet) oder ungenaue Sterblichkeitsbeurteilung. Andererseits könnte eine Überschätzung dazu führen, dass wirksame Insektizide unnötigerweise durch neuartige ersetzt werden, was insbesondere dann problematisch sein könnte, wenn diese alternativen Insektizide teurer sind und somit die Abdeckung der Haushalte, die behandelt werden können, verringern. Zu solchen falsch positiven Ergebnissen könnte es auch kommen, wenn der Test nicht empfindlich ist, um eine Mortalität von weniger als 90 oder 97 % genau zu erkennen, die Probengröße zu klein ist, der Test nicht genau vorbereitet ist (Mücken werden zu geringen Dosen ausgesetzt) ​​und die Beurteilung ungenau ist Sterblichkeit (z. B. Identifizierung unregelmäßig fliegender Mücken als lebendig, während sie der Definition für „tot“ folgt [5, 7]). Daher ist es wichtig, die Bioassay-Vorbereitung zu standardisieren, die Mortalitätsbewertung so objektiv wie möglich zu halten und Assays mit dem höchsten Maß an Genauigkeit auszuwählen [8]. Da die Ermittlung ausreichender Mückenzahlen in vielen Gebieten ein Problem darstellt, ist ein Bioassay mit einem geringen Variationsgrad vorzuziehen, da dadurch die Anzahl der Mücken reduziert wird, die für eine zuverlässige Klassifizierung einer resistenten gegenüber einer anfälligen Population erforderlich ist. Der Grad der inhärenten Variation, die jeder Bioassay hervorruft, wurde jedoch nie vollständig geklärt.

Die gebräuchlichsten Bioassays zur routinemäßigen Überwachung erwachsener Malaria-Überträger sind Schwellenwert-Assays, bei denen die phänotypische Reaktion einer Vektorprobe nach Exposition gegenüber einer diagnostischen Konzentration eines Insektizids gemessen wird (normalerweise das Doppelte der tödlichen Konzentration, die 99 % der anfälligen Mücken tötet). Wenn die Sterblichkeit zwischen 90 und 97 % liegt, gelten Populationen als mit „Verdacht auf Resistenz“ und der Test sollte wiederholt werden, um die Resistenz zu bestätigen. Wenn die Mortalität unter 90 % fällt, gilt die Bevölkerung als bestätigt resistent [5]. Nach einem ersten Schwellenwerttest könnten Intensitätstests durchgeführt werden, um das Überleben bei höheren Dosierungen, typischerweise dem 5-fachen und 10-fachen der diagnostischen Konzentration, zu bestimmen und so festzustellen, ob die Resistenzintensität niedrig, mäßig oder hoch ist [5]. Solch unterschiedliche Resistenzintensitäten wurden mit dem Grad der Wirksamkeit von Vektorbekämpfungsmitteln wie langlebigen insektiziden Netzen (LLINs) nach mehrfacher Exposition in Verbindung gebracht [9]. Im Allgemeinen dienen diese Tests jedoch dazu, die technische Resistenz einer Population festzustellen: um zu beurteilen, ob die Population ihre phänotypische Reaktion im Laufe der Zeit oder im Raum verändert hat. Der Vorhersagewert solcher Tests hinsichtlich der Wirksamkeit eines Vektorkontrollinstruments im Feld ist begrenzt [5, 10]. Die beiden am häufigsten verwendeten Schwellenwert-Bioassays sind der Röhrchentest der Weltgesundheitsorganisation (WHO) [5] und der Flaschen-Bioassay des Centers for Disease Control and Prevention (CDC) [7], bei denen Mücken über Fußwurzelkontakt Insektiziden ausgesetzt werden (d. h. Mücke landet auf einer behandelten Oberfläche). Beim WHO-Röhrchentest werden Mücken in ein Plastikrohr eingeführt, das mit mit Insektizid und einem Trägeröl beschichtetem Papier ausgekleidet ist. Beim CDC-Flaschen-Bioassay werden Mücken in eine mit einem Insektizid beschichtete Glasflasche gesaugt. Kürzlich wurde der WHO-Flaschen-Bioassay als modifizierte Version des CDC-Flaschen-Bioassays zum Testen von Wirkstoffen wie Pyriproxyfen eingeführt, die aufgrund ihrer chemischen Eigenschaften ihre Imprägnierung auf Filterpapieren verhindern [5, 11]. Neben Schwellenwerttests gibt es Biotests, die Dosis-Wirkungs-Kurven erstellen, die die Berechnung von Resistenzverhältnissen relativ zu einem anfälligen Stamm ermöglichen, wie zum Beispiel der Biotest zur topischen Anwendung. Mücken werden individuell mit verschiedenen Insektiziddosen behandelt [12,13,14]. Der Bioassay zur topischen Anwendung gilt als Goldstandard für toxikologische Studien und wird von der WHO in Phase-I-Studien zur Bestimmung der Toxizität von Insektiziden und zur Beurteilung von Kreuzresistenzen empfohlen [15]. Während der Bioassay zur topischen Anwendung gelegentlich als Instrument zur Überwachung der Insektizidresistenz eingesetzt wird (z. B. [16,17,18,19]) und kürzlich als neues Überwachungsinstrument für oral eingenommene Insektizide empfohlen wurde [14], wird er nicht routinemäßig eingesetzt Malaria-Endemiegebiete zur Überwachung der Resistenz bei Malaria-Überträgern.

Es gibt wichtige Unterschiede in der Funktionsweise der verschiedenen Bioassays und was sie messen. Erstens variiert die Methode des Insektizidkontakts: Bei CDC-Flaschen- und WHO-Röhrchentests werden Mücken durch Kontakt mit der Fußwurzel exponiert, bei Tests zur topischen Anwendung erfolgt die direkte Anwendung auf der Kutikula. Die Expositionszeit im CDC-Flaschen-Bioassay beträgt 30 Minuten, während sie im WHO-Röhrchentest 1 Stunde beträgt, und beim Bioassay mit topischer Anwendung erfolgt die Exposition aufgrund der direkten Anwendung sofort. Beim WHO-Röhrchentest wird das Insektizid mit einem Trägeröl vermischt und auf Papier imprägniert. Die Vorbereitung dieser Arbeiten erfolgt zentral und die Arbeiten können bei der Universiti Sains Malaysia bestellt werden. Die Konzentrationen, denen Mücken in CDC-Flaschen-Bioassays und topischen Tests ausgesetzt sind, werden in der Regel von jedem Forschungsstandort erstellt, obwohl vorgefertigte Konzentrationen für den CDC-Flaschen-Bioassay kostenlos beim CDC angefordert werden können [20]. Der WHO-Röhrchentest bietet an jedem Ende des Zylinderrohrs einen unbehandelten Ruheplatz, an dem die Mücken für einen bestimmten Zeitraum oder die gesamte Dauer des Tests dem Insektizid ausgesetzt sein können. Die Mortalitätsbeurteilung erfolgt im CDC-Flaschen-Bioassay am Ende der Expositionszeit von 30 Minuten, während sie im WHO-Röhrchentest und der topischen Anwendung 24 Stunden nach der Exposition erfolgt. Auch der Umgang mit Mücken ist unterschiedlich: Bei der topischen Anwendung werden die Mücken durch CO2 oder Eis niedergeschlagen und mit Pinzetten und Bürsten behandelt, während die Mücken in den anderen beiden Tests ausschließlich durch manuelles Absaugen übertragen werden. Schließlich bewertet der Test zur topischen Anwendung die Dosis pro Milligramm Mücke durch Kontrolle des Durchschnittsgewichts jeder Mückenkohorte, wohingegen das Gewicht im CDC-Flaschen- oder WHO-Röhrchentest nicht kontrolliert wird (Abb. 1). Diese Unterschiede zwischen den Tests könnten zu Unterschieden bei der Bestimmung der Insektizidanfälligkeit von Mückenpopulationen führen.

Überblick über die Unterschiede zwischen dem CDC-Flaschen-Bioassay (linke Spalte), dem WHO-Röhrchentest (mittlere Spalte) und dem Bioassay zur topischen Anwendung (rechte Spalte). Einzelheiten finden Sie im Abschnitt „Methoden“.

Es wurden mehrere Studien durchgeführt, um zwei der am häufigsten verwendeten Bioassays zu vergleichen, die CDC-Flaschen-Bioassays und die WHO-Röhrchentests, die äußerst widersprüchlich sind. Einige Studien berichten über eine geringe Übereinstimmung [21,22,23], einige über ein hohes Maß an Übereinstimmung [23,24,25] und einige über ein mittleres Maß an Übereinstimmung [23, 26,27,28,29], insbesondere beim Vergleich mäßig resistenter Populationen. Nur wenige Studien haben den Bioassay zur topischen Anwendung mit anderen bestehenden Bioassays für Mücken verglichen. Eine Studie in Frankreich zu Aedes aegypti und Aedes albopictus verwendete sowohl topische Anwendung als auch WHO-Röhrchentests zur Erstellung von Dosis-Wirkungs-Kurven und fand ziemlich ähnliche Werte für das Resistenzverhältnis. Allerdings sollte beachtet werden, dass die Mücken sehr anfällig waren und die Werte für das Resistenzverhältnis daher niedrig waren und daher sind potenzielle Unterschiede schwer zu erkennen [30]. Eine andere Studie in Florida, USA, ergab jedoch, dass mit dem Bioassay zur topischen Anwendung Unterschiede in der Insektizidanfälligkeit bei Feldmücken festgestellt werden konnten, die mit dem CDC-Flaschen-Bioassay nicht erkannt wurden [18], und eine ähnliche Studie in Malaysia zeigte, dass das WHO-Röhrchen Der Test war nicht in der Lage, Feldstämme als resistent zu identifizieren, während die Tests zur topischen Anwendung beide als resistent identifizierten [17]. In allen oben genannten Studien wurden Unterschiede insbesondere bei mäßig resistenten Populationen beobachtet, was logisch ist, da Variationen nur dann beobachtet werden können, wenn die mittlere Sterblichkeit unter 100 % und über 0 % liegt, wo sie sinkt. Besorgniserregend ist jedoch, dass wir darauf abzielen sollten, die mäßig resistenten Populationen frühzeitig und genau zu identifizieren.

Quantitative Dosis-Wirkungs-Assays von Feldpopulationen liefern genauere Informationen über den Insektizid-Anfälligkeitsstatus der Mückenpopulationen als Schwellenwert-Assays [18, 23, 29, 31]. Tatsächlich werden Intensitätstests für CDC-Flaschen-Bioassays [7, 32] und WHO-Röhrchentests [5] inzwischen empfohlen und häufiger eingesetzt, obwohl die begrenzte Anzahl der getesteten Dosierungen nicht für die Durchführung von Dosis-Wirkungs-Analysen geeignet ist [33]. Eine Dosis-Wirkungs-Analyse erfordert eine höhere Anzahl an Mücken und abhängig von der Variabilität der Daten sind für die statistische Aussagekraft mehr Wiederholungen erforderlich. Da die Anzahl der Mücken in aktuellen Feld-Bioassays bereits eine Einschränkung darstellt, ist dies eine der größten Hürden bei der Erhebung dieser Art von Daten. Bei CDC-Flaschen-Bioassays und bis zu einem gewissen Grad auch bei WHO-Röhrchentests wurde ein hohes Maß an Variabilität beobachtet [22, 29]. Da die Dosis, die Mücken in topischen Biotests aufnehmen, streng kontrolliert wird, ist zu erwarten, dass die Abweichung in der Sterblichkeit bei Tests mit topischer Anwendung geringer ausfällt. Hier vergleichen wir den CDC-Flaschen-Bioassay, den WHO-Röhrchentest und den Bioassay zur topischen Anwendung nebeneinander unter Verwendung eines Ae. Aegypti-Stamm, der gegen Pyrethroide resistent ist. Unser Hauptziel bestand darin, die Variabilität innerhalb der Tests zu vergleichen, wenn Dosis-Wirkungs-Kurven mit einem identischen Inzuchtmückenstamm unter kontrollierten Laborbedingungen erstellt wurden, die von demselben Forscher durchgeführt wurden.

Vier Wiederholungen von vier bis sechs verschiedenen Deltamethrin (DM)-Konzentrationen wurden durchgeführt, um Dosis-Wirkungs-Kurven für drei verschiedene Bioassays zu erstellen: CDC-Flaschen-Bioassay, WHO-Röhrchentest und Bioassay zur topischen Anwendung. Diese Konzentrationen wurden durch die Durchführung vorläufiger Bioassays zur Bereichsbestimmung ausgewählt, die zu einer Mortalität zwischen 0 und 100 % führten. Alle Bioassays wurden zwischen 8:30 und 16:30 Uhr und bei Umgebungsbedingungen (21 ± 2 °C, 23 ± 3 % relative Luftfeuchtigkeit [RH]) durchgeführt. In allen Bioassays galt eine Mücke als „tot“, wenn sie nicht in der Lage war, sich aufrecht zu halten oder eine koordinierte Bewegung auszuführen. Alle CDC-Flaschen, WHO-Röhrchen und topischen Plastikbecher wurden mit zufälligen IDs zur blinden Mortalitätsbewertung beschriftet und vom selben Forscher durchgeführt. Einzelne Dosiswiederholungen wurden an verschiedenen Tagen durchgeführt, um eine Verzerrung von Tag zu Tag zu vermeiden.

Um die Varianz zwischen den Insektizidtests weiter zu beurteilen, wurden 10 Wiederholungen mit einer festen Dosis durchgeführt, die nahe an der tödlichen Konzentration/Dosis liegt, die 50 % der exponierten Mücken tötet (LC50 oder LD50). Wenn vorläufige Experimente Replikate mit entweder 0 % oder 100 % Mortalität ergaben, wurde eine höhere bzw. niedrigere Dosis verwendet, um die gesamte Variationsbreite um den Mittelwert beurteilen zu können. Diese Tests wurden in zwei separaten Experimenten für jeden Test durchgeführt, also in fünf Wiederholungen derselben Dosis am selben Tag und mit derselben Gruppe von Mücken, ähnlich wie bei einem typischen WHO-Röhrchentest und einem CDC-Flaschen-Bioassay.

Die Ae. In dieser Studie wurde der Stamm aegypti MC1 (Maricopa County) verwendet. Die Eier dieses Pyrethroid-resistenten Stamms wurden 2018 in der Gegend von Phoenix im Maricopa County, Arizona, USA, gesammelt und seitdem kontinuierlich in einem Insektengehege aufgezogen. MC1 ist ein homozygoter resistenter Stamm und besitzt zwei bekannte Punktmutationen im kdr-Gen: V1016I und F1534C (unveröffentlichte Daten). Die V1016I-Mutation verleiht Resistenz sowohl gegen Permethrin- als auch gegen Deltamethrin-Insektizide [34]. Die F1534C-Mutation verleiht zusätzlich zu Organochloriden eine Resistenz gegen Permethrin und andere Typ-I-Pyrethroide [19, 34, 35, 36], verleiht aber wahrscheinlich keine Resistenz gegen Typ-II-Pyrethroide, sofern sie nicht mit einer anderen kdr-Mutation kombiniert wird [36]. Mücken wurden in einer Insektenanlage der Arthropod Containment Level 1 (ACL-1) an der Arizona State University (USA) unter Standardaufzuchtbedingungen in Inkubatoren aufgezogen, die auf 27 °C, 80 % relative Luftfeuchtigkeit und eine Photoperiode von 12:12 Stunden eingestellt waren [12]. . Alle getesteten Mücken waren 2–5 Tage alt, weiblich und nicht mit Blut gefüttert.

Deltamethrin-Lösungen (Pestanal®, Sigma-Aldrich) wurden mit der gravimetrischen Methode hergestellt (unter Verwendung der Insektizidmasse und der Acetonmasse anstelle des Acetonvolumens) [12]. Die Lösungen wurden in 15-ml-Falcon-Röhrchen hergestellt, wobei der Deckel mit Parafilm umwickelt war (um die Verdunstung zu reduzieren). Die Röhrchen wurden mit Aluminiumfolie abgedeckt (um UV-Strahlung zu verhindern), in einen wiederverschließbaren Plastikbeutel gelegt (um die Verdunstung zu reduzieren) und bei –20 °C gelagert, um die Verdunstung weiter zu verhindern. Die Lösungen wurden bis zur Verwendung mindestens 1 Stunde lang bei Raumtemperatur stehen gelassen.

Die allgemeinen Verfahren wurden befolgt, wie in den CDC-Richtlinien für Flaschen-Bioassays beschrieben [7]. Um Dosis-Wirkungs-Kurven zu erstellen, wurden fünf 250-ml-Glasflaschen von Wheaton® einzeln mit einer unterschiedlichen TS-Konzentration und eine Flasche als Kontrolle nur mit Aceton beschichtet. Zur Beschichtung der Flaschen wurde 1 ml Insektizidlösung (oder Aceton) in die Flaschen pipettiert. Die Flaschen wurden verschlossen und so manövriert, dass das Insektizid alle Teile der Flaschen und Verschlüsse bedeckte. Anschließend wurden die Flaschen geöffnet und 15 Minuten lang auf einen Flaschenrotator (Cole-Parmer®) gestellt, damit das Insektizid die Flaschen gleichmäßig beschichten und das Aceton verdunsten konnte. Die Flaschen wurden bis zur Verwendung im Test mindestens 1 Stunde und höchstens 23 Stunden lang unverschlossen im Dunkeln gelagert. Ungefähr 25 (95 %-KI: 22,7–28,3) Mücken wurden in die Flaschen gesaugt und die Mücken 30 Minuten lang in den Flaschen ausgesetzt, bevor sie niedergeschlagen wurden (Unfähigkeit, auf Beinen zu stehen oder den Flug zu koordinieren, d. h. „tot“). wurde beurteilt [37].

Es wurden die Verfahren befolgt, die in der Standardarbeitsanweisung zum Testen der Insektizidempfindlichkeit erwachsener Mücken in WHO-Röhrchentests beschrieben sind [5]. Zur Herstellung der mit Insektiziden behandelten Papiere wurde Filterpapier (Whatman™ Nr. 1) in die Abmessungen 12 × 15 cm geschnitten. Deltamethrin-Konzentrationen wurden durch Mischen des Insektizids mit Aceton und Olivenöl (MP Biomedicals, Fisher Scientific) hergestellt. Anstelle von Silikonöl wurde Olivenöl verwendet, da es weniger viskos ist und zu genaueren Konzentrationen führt. Die DM-Lösungen wurden tropfenweise in einem Raster auf die einzelnen Papiere pipettiert. Das Kontrollpapier wurde nur mit Aceton und Olivenöl behandelt. Die Papiere wurden 24 Stunden lang in einem Abzug trocknen gelassen und anschließend einzeln in Aluminiumfolie verpackt in einem Kühlschrank bei 4 °C gelagert. Als es gebrauchsfertig war, wurde jedes Papier in einzelne Plastik-Expositionsröhrchen aus dem WHO-Röhrchentestkit (erworben von der Universiti Sains Malaysia, Vector Control Research Unit) gegeben. Unbehandeltes gefiltertes Papier (in den gleichen Abmessungen geschnitten) wurde in einzelne Halteröhrchen gegeben. Ungefähr 25 Mücken wurden in ein Halterohr gesaugt. Nach einer Stunde wurden die Mücken durch Klopfen und einen kurzen Atemzug dazu überredet, etwa eine Minute lang vom Halterohr in das mit insektizidem Papier ausgelegte Expositionsrohr zu gelangen, bis die meisten Mücken in das Expositionsrohr eingedrungen waren (die durchschnittliche Zahl der ausgesetzten Mücken betrug 24,0, 95). % KI: 18,9–29,2). Nach einer Stunde Exposition wurde der Knockdown aufgezeichnet und die Mücken wurden zurück in die entleerten Halteröhrchen überführt. Sie wurden mit 10 %iger Saccharoselösung versorgt und in einen Inkubator bei 27 °C und 80 % relativer Luftfeuchtigkeit gestellt. Die Mortalität wurde nach 24 Stunden erfasst. Gemäß den Richtlinien der WHO wurden die Papiere bis zu sechs Mal verwendet.

Mücken wurden aus einem Käfig in Falkenrohre gesaugt, die sofort verschlossen und auf Eis gelegt wurden. Die Mücken blieben mindestens 30 Minuten auf dem Eis, bevor die Dosierung erfolgte. Nachdem die Mücken ausreichend niedergeschlagen waren, wurden sie auf ein Tablett in einer mit Eis gefüllten Eisbox gegossen, mit einer Pinzette aufgenommen und in kleine Plastikbecher auf Eis gestellt, wobei jeder Becher 25 Mücken enthielt. Jede Tasse Mücken wurde mit einer Mikrowaage auf 0,1 g genau gewogen und anschließend wurden den Mücken mit einer Präzisionsglasspritze (Hamilton™ 80465, Fisher Scientific) 0,5 μl Kontroll- oder Insektizidlösung dosiert. Nach der Dosierung wurden die Mücken zurück in ihre jeweiligen Plastikbecher gegossen, mit 10 %iger Saccharoselösung versehen und in einen Inkubator bei 27 °C und 80 % relativer Luftfeuchtigkeit gestellt. Die Mortalität wurde 24 Stunden später beurteilt.

Die Abbott-Korrektur wurde auf die Kontrolle der natürlichen Mortalität angewendet, wobei die Mortalität in der Kontrollflasche für jeden Test verwendet wurde, der im gleichen Zeitraum durchgeführt wurde [38]. Wenn die Mortalität in der Kontrollgruppe über 20 % lag, wurden alle gleichzeitigen Tests verworfen und wiederholt. Es wurden zwei verschiedene Dosis-Wirkungs-Analysen durchgeführt, um alle drei Tests mit beiden häufig verwendeten Methoden im Statistikprogramm R v4.1.3 zu vergleichen [39]. Zunächst wurde eine Probit-Analyse nach dem BioRssay-Skript durchgeführt, ähnlich dem verfügbaren BioRssay-Paket [40]. Zu diesem Zweck wurde Abbotts korrigierte Mortalität in Probit-Werte umgewandelt und ein verallgemeinertes lineares Modell (GLM) unter Verwendung logarithmisch transformierter Konzentrations- (oder Dosis-)Werte mit der Quasi-Binomialfamilie angepasst, um eine mögliche Überdispersion zu berücksichtigen. Die R-Quadrat-Werte von McFadden für die Anpassung wurden als 1 – log-Likelihood-Modell/log-Likelihoodnull berechnet. Die LC50 für den CDC-Flaschen-Bioassay und den WHO-Röhrchentest sowie die LD50 für den Bioassay zur topischen Anwendung wurden mit dem entsprechenden 95 %-KI basierend auf dem Standardfehler des Modells berechnet. Als nächstes wurde eine logistische n-Parameter-Regression unter Verwendung des NPLR-Pakets durchgeführt und das Modell mit der optimalen Anzahl von Parametern basierend auf einem gewichteten Anpassungsschätzer ausgewählt [41]. Die LC50 und LD50 mit ihren 95 %-KIs wurden basierend auf den Standardfehlern des optimalen Modells geschätzt. Im Experiment mit fester Dosis wurde die Homogenität der Varianz mithilfe des Levene-Tests bewertet, mit anschließenden paarweisen Vergleichen unter Verwendung der Bonferroni-Korrektur für Mehrfachvergleiche.

Die Sterblichkeit des MC1-Stamms bei Exposition gegenüber der diagnostischen Dosis für Aedes aegypti des CDC-Flaschen-Bioassays (10 mg/Flasche) betrug 69,0 %, und die Sterblichkeit bei der diagnostischen Dosis des WHO-Röhrchentests (0,03 %) betrug 0 % (ermittelt unter Verwendung von nur). ein Replikat von 25 Mücken), beides zeigt, dass dieser Stamm gegen DM resistent ist. Die Mortalität in den unbehandelten Kontrollflaschen für die CDC-Flaschen-Bioassays betrug 0 % in allen Dosis-Wirkungs-Experimenten (6 von 6 Kontrollflaschen), 4 % in einem der WHO-Röhrchentests (1 von 7 Kontrollen) und 8 %. zweimal 4 % und zweimal 0 % in den topischen Bioassays.

In der logistischen Regression mit n Parametern wies ein Modell mit fünf Parametern die höchste Anpassungsgüte für alle drei Tests auf. Der Bioassay zur topischen Anwendung hatte die höchste Anpassungsgüte (0,88), gefolgt vom WHO-Röhrchentest (0,55) und die niedrigste war der CDC-Flaschen-Bioassay (0,31) (Abb. 2). Die LC50 für den CDC-Flaschen-Bioassay unter Verwendung des logistischen Regressionsmodells mit fünf Parametern betrug 6,81 µg/Flasche (es konnte kein zuverlässiges 95 %-KI geschätzt werden), die LC50 für den WHO-Röhrchentest betrug 0,76 % (95 %-KI: 0,35–1,66) und Die LD50 für den Bioassay zur topischen Anwendung betrug 0,36 ng/mg Mücke (95 %-KI: 0,23–0,59).

Dosis-Wirkungs-Daten von Deltamethrin-resistenten Ae. weibliche Aegypti-Mücken, die in CDC-Flaschen-Bioassays (A), WHO-Röhrchentests (B) und topischen Anwendungs-Bioassays (C) Deltamethrin ausgesetzt waren. Die Insektiziddosis wird auf einer log10-Skala dargestellt, die Mortalität wird auf einer normalen Skala dargestellt. Die Trendlinie basiert auf einer logistischen Regression mit fünf Parametern und zugehörigen 95 %-Konfidenzbändern

Bei allen drei Tests korrelierte die Insektizidkonzentration oder -dosis signifikant mit der Mortalität in der Probit-Analyse (P = 0,038, P < 0,001, P < 0,001 für den CDC-Flaschen-Bioassay, den WHO-Röhrchentest bzw. den topischen Bioassay, Abb. 3). Die Varianz in der Dosis-Wirkungs-Kurve war beim topischen Bioassay mit einem McFadden-R-Quadrat-Wert von 0,76 am niedrigsten, gefolgt vom WHO-Röhrchentest (R2McFadden = 0,44) und am höchsten bei den CDC-Flaschen-Bioassays (R2McFadden = 0,17). ). Die LC50-Berechnung für den CDC-Flaschen-Bioassay betrug 6,97 μg/Flasche (95 %-KI: 4,0–12,1), die LC50 für den WHO-Röhrchentest betrug 0,74 % (95 %-KI: 0,56–0,99) und die LD50 für den topischen Bioassay betrug 0,39 ng/mg (95 %-KI: 0,31–0,49).

Dosis-Wirkungs-Daten von Deltamethrin-resistenten Ae. weibliche Aegypti-Mücken, die in CDC-Flaschen-Bioassays (A), WHO-Röhrchentests (B) und topischen Anwendungs-Bioassays (C) Deltamethrin ausgesetzt waren. Die Insektiziddosis wird auf einer Log10-Skala dargestellt, die Mortalität auf einer Probit-Skala. Die Trendlinie basiert auf einer allgemeinen linearen Modellierung mit einer Probit-Link-Funktion, der McFadden-R-Quadrat-Wert wird für jede Anpassung angegeben

Um die Variation der Tests bei einer festen Dosis zu beurteilen, wurden 10 Replikate 3,89 μg/Flasche im CDC-Flaschen-Bioassay, 1 % Deltamethrin pro Papier im WHO-Röhrchentest und einem Mittelwert von 0,30 ng Deltamethrin/mg Mücke (95 % KI: 0,29–0,31, Variation abhängig vom mittleren Mückengewicht pro Replikat. Die mittlere Sterblichkeit betrug 35,9 % im CDC-Flaschen-Bioassay, 79,7 % im WHO-Röhrchentest und 35,5 % im Bioassay zur topischen Anwendung. Alle 10 Wiederholungen für jeden Test hatten eine Mortalität von weniger als 100 % und mehr als 0 %; Daher konnte eine Varianzanalyse zuverlässig durchgeführt werden (Zusatzdateien 1, 2, 3). Zwischen den verschiedenen Tests wurde ein hochsignifikanter Unterschied im Varianzniveau beobachtet (Levene-Test, F(2,27) = 6,3, P = 0,006, Abb. 4). Paarweise Vergleiche zeigten eine signifikant höhere Varianz im CDC-Flaschentest als im WHO-Röhrchentest (P = 0,007; Padj = 0,020) und eine höhere Varianz im CDC-Flaschentest als im topischen Bioassay, obwohl dieser letztere Vergleich nicht signifikant war die Bonferroni-Korrektur (P = 0,043; Padj = 0,13). Es wurden keine Unterschiede in der Varianz zwischen dem WHO-Röhrchentest und dem Bioassay zur topischen Anwendung beobachtet (P = 0,18; Padj = 0,54).

Variationsbewertung bei einer Einzeldosis für den CDC-Flaschen-Bioassay (3,89 ng/Flasche), den WHO-Röhrchentest (1,0 %) und den Bioassay zur topischen Anwendung (durchschnittlich 0,30 ng/mg Mücke). Kreise und Dreiecke kennzeichnen Daten, die an zwei verschiedenen Tagen gesammelt wurden

Das Ziel dieser Studie bestand darin, die Variation der Mortalitätsdaten aus dem CDC-Flaschen-Bioassay, dem WHO-Röhrchentest und dem Bioassay zur topischen Anwendung zu vergleichen. Die größte Variation wurde innerhalb der Dosis-Wirkungs-Kurven beobachtet, die mit dem CDC-Flaschen-Bioassay erstellt wurden, gefolgt vom WHO-Röhrchentest und schließlich dem Bioassay zur topischen Anwendung (Abb. 2, 3). Eine geringere Variation wurde beobachtet, wenn eine Einzeldosis mit mehreren Wiederholungen an einem einzigen Tag getestet wurde, was die zusätzliche Rolle der täglichen Variation verdeutlicht. Doch selbst bei mehreren Wiederholungen an einem einzigen Tag wurden im CDC-Flaschen-Bioassay deutlich größere Unterschiede in der Mortalität festgestellt als im WHO-Röhrchentest und im Bioassay zur topischen Anwendung (Abb. 4). Erhöhte zufällige Schwankungen in der beobachteten Sterblichkeit würden zu einer höheren Fehlerwahrscheinlichkeit bei der Bestimmung des Anfälligkeitsstatus von Mückenpopulationen führen und damit Auswirkungen auf Entscheidungen zur Vektorbekämpfung haben. Außerdem würde die Fähigkeit zur Feststellung, ob sich der Anfälligkeitsstatus im Laufe der Zeit ändert oder zwischen diesen unterschiedlich ist, verringert Standorte. Um eine ausreichende statistische Aussagekraft für die Durchführung solcher Vergleiche zu gewährleisten, benötigen CDC-Flaschen-Bioassays möglicherweise mehr Replikatflaschen als der WHO-Röhrchentest und der Bioassay zur topischen Anwendung. Derzeit empfiehlt der CDC-Flaschen-Bioassay 80–100 Mücken in Form von vier Replikaten von 20–25 Mücken pro Dosis [7] und der WHO-Röhrchentest empfiehlt 100 exponierte Mücken in Form von vier Replikaten von 25 Mücken pro Dosis [5] , obwohl die Begründung für diese Zahlen nicht angegeben wird. Für den Bioassay zur topischen Anwendung gibt es keine formellen Richtlinien. Wenn er jedoch zur Erstellung von Dosis-Wirkungs-Kurven verwendet wird, ist die Gesamtzahl der verwendeten Mücken größer als bei einem CDC-Flaschen-Bioassay oder einem WHO-Röhrchentest, da mehrere Dosen getestet werden müssen, sofern keine Intensitätsassays durchgeführt werden , die zwei- bis dreimal so viele Mücken benötigen. Wenn der Bioassay zur topischen Anwendung zur Bestimmung der Resistenz mit einer diagnostischen Dosis verwendet wird [14], muss die optimale Anzahl der exponierten Mücken formal ermittelt werden, ähnlich wie dies für Bioassays mit Drosophila suzukii durchgeführt wurde [8].

Es gibt eine Vielzahl von Unterschieden zwischen den Tests, die den beobachteten Unterschied in der Variation erklären könnten. Erstens ist die Insektiziddosis, die Mücken aufnehmen, möglicherweise nicht für alle Mücken innerhalb einer Wiederholung und zwischen Wiederholungen im WHO-Röhrchentest und im CDC-Flaschen-Bioassay gleich. Die Beschichtung von Insektiziden in Flaschen ist möglicherweise nicht homogen, selbst wenn die Flaschen während des Trocknungsprozesses mit einem Flaschenrotator gedreht werden. Deckel, Hals und Boden der Flasche können höhere oder niedrigere Konzentrationen aufweisen, was bedeutet, dass Mücken je nach Landungsort unterschiedliche Dosen aufnehmen können. Darüber hinaus ist die Fähigkeit des Insektizids, sich an das Glas zu binden, unbekannt, was bei der Beurteilung der Sterblichkeit zu Beginn des Experiments zu heterogenen Konzentrationen führen könnte, insbesondere wenn die Flaschen bewegt oder geklopft werden. Soweit uns bekannt ist, wurden keine Untersuchungen zur Homogenität der Insektizidbeschichtung von Flaschen im Mücken-Bioassay oder ähnlichen Tests für andere Insekten durchgeführt. Es wird vermutet, dass die Beschichtung von Insektiziden auf Filterpapier homogener ist, da sie auf einer ebenen Oberfläche durchgeführt wird. Aufgrund der Methode der manuellen Verteilung von Öltropfen ist sie jedoch immer noch empfindlich gegenüber Heterogenität bei der Verteilung von Insektiziden. Allerdings haben Mücken während des Tests die Möglichkeit, auf den unbehandelten Oberflächen an beiden Enden des Röhrchens zu sitzen, und daher weist das Röhrchen selbst eine heterogene Umgebung auf. Ein Problem bei Tarsalkontakttests ist die Kristallisation des Insektizids, insbesondere auf absorbierenden Oberflächen [42]. Diese Kristalle können je nach Verteilung und Form zu einer Zunahme oder Abnahme der Toxizität führen [43, 44]. Es wird erwartet, dass die Kristallisation auf Glasoberflächen gering ist, es wurde jedoch berichtet, dass der Prozess zufällig und für DDT-Formulierungen schwer vorherzusagen ist [43, 45]. Die Kristallisation kann durch mechanische Stimulation gefördert werden, beispielsweise durch Insektenlaufen, Oberflächenkratzer oder Staub [42]. Es ist jedoch unklar, ob eine Bewegung durch Flaschendrehung oder Klopfen während der Mortalitätsbeurteilung zu Beginn des Experiments ebenfalls zur Kristallisation führen würde. Die Kristallisation ist ein besonderes Problem, wenn Insektizide auf absorbierenden Oberflächen wie Filterpapier aufgetragen werden. Aus diesem Grund werden Trägeröle verwendet, um die Kristallisation zu reduzieren. Es ist jedoch auch bekannt, dass Trägeröle selbst die Verfügbarkeit und Absorption des Insektizids für Mücken beeinflussen [42, 46]. Daher ist die auf einem Papier verwendete Insektiziddosis um ein Vielfaches höher als die, die im CDC-Flaschen-Bioassay oder topischen Bioassay für die gleiche Sterblichkeit verwendet wird. Ein zweiter möglicher Unterschied zwischen diesen Bioassays, der die beobachtete Variation erklären könnte, sind die unterschiedlichen Mortalitätszeitpunkte und die damit verbundene Verzerrung bei der Mortalitätszählung. Der CDC-Flaschen-Bioassay bewertet die Sterblichkeit nach 30 Minuten im Vergleich zur Sterblichkeit nach 24 Stunden im WHO-Röhrchentest und Bioassay zur topischen Anwendung. Dies führt einerseits dazu, dass unterschiedliche Phänotypen bewertet werden, da ein Knockdown-Phänotyp nach 30 Minuten (der der Mortalitätsdefinition folgt) möglicherweise nicht zur tatsächlichen Mortalität 24 Stunden nach der Exposition führt und umgekehrt. Dieser Phänotyp kann von Natur aus variabler sein, abhängig von der Komplexität des genetischen Resistenzwegs sowie anderen genetischen und umweltbedingten Faktoren. Darüber hinaus unterliegt die Beurteilung der Mortalität einem hohen Grad an Subjektivität, da eine Vielzahl von Phänotypen mit einer signifikanten Grauzone in die Definition der Mortalität passen können. Drittens könnte die Variation, die bei den CDC-Flaschen-Bioassays und den WHO-Röhrchentests beobachtet wurde, auf eine mangelnde Kontrolle des Mückengewichts zurückzuführen sein. Während die Gewichtsunterschiede bei diesen umweltkontrollierten Inzucht-Laborstämmen gering waren, ist zu erwarten, dass die Variation bei Feldpopulationen viel ausgeprägter ist, insbesondere wenn Populationen aus verschiedenen Jahreszeiten oder ökologischen Lebensräumen verglichen werden [47,48,49]. Ein letzter wichtiger Unterschied zwischen diesen Tests ist der Grad der Mückenbehandlung. Während Mücken im CDC-Flaschen-Bioassay und im WHO-Röhrchentest einer minimalen Handhabung mit manuellen Absauggeräten ausgesetzt sind, wurden Mücken im topischen Anwendungstest auf Eis betäubt, bevor sie mit einer Pinzette sortiert und dosiert wurden. Es wird erwartet, dass diese Handhabungspraxis zu einigen Abweichungen führt – insbesondere, da einige Mückengruppen wahrscheinlich mehr Zeit auf Eis verbringen als andere –, obwohl die beobachtete Abweichung beim topischen Anwendungstest die geringste der drei verglichenen Tests war. Bemerkenswert ist, dass Ae. aegypti sind besonders anpassungsfähig, wenn sie Kälte ausgesetzt sind [50]. Es ist uns nicht bekannt, ob solche Handhabungspraktiken einen anderen Einfluss auf Anopheles-Mücken haben, aber CO2 kann zur Betäubung von Arthropoden für Bioassays zur topischen Anwendung verwendet werden [12, 14].

Über die Genauigkeit jedes Bioassays hinaus gibt es noch andere Parameter, die für die Wahl des optimalen Überwachungsinstruments in jeder Situation wichtig sind. Erstens gibt es die Kosten für den Bioassay und die Praktikabilität der Durchführung dieser Tests an abgelegenen Standorten sowie die Notwendigkeit, das Personal zu schulen. Insgesamt sind alle drei Tests kostengünstig, tragbar und können ohne umfangreiche Schulung an Orten durchgeführt werden, die nicht in der Nähe von Laboreinrichtungen liegen. Darüber hinaus wird das am besten geeignete Überwachungsinstrument weitgehend vom Ziel der Studie und der Art der im Untersuchungsgebiet vorhandenen Resistenz bestimmt. Die Messung des 30-minütigen Knockdowns in CDC-Flaschen-Bioassays kann die Mortalität überschätzen, wenn metabolische Resistenzen reichlich vorhanden sind, da die Entgiftung des Insektizids zu einer späteren Genesung der Mücke führen kann [23]. Wenn das Ziel der Studie darin besteht, technische Resistenz zu ermitteln, d Die Daten deuten darauf hin, dass der Test zur topischen Anwendung die höchste Genauigkeit liefern kann, insbesondere wenn das Gewicht der Mücken im Laufe der Zeit und zwischen verschiedenen Feldstandorten stark schwankt. Wenn das Ziel der Studie darin besteht, festzustellen, ob ein Vektorkontrollinstrument angesichts der Insektizidresistenz noch wirksam ist, sollten praktische Resistenztests entwickelt werden, die die natürliche Insektizidexposition eines feldrelevanten Mückenpools unter feldrelevanten Umweltbedingungen nachahmen Bedingungen. Keiner dieser Bioassays ist für diesen Zweck besonders geeignet (siehe [5, 10] für eine Diskussion hierzu).

Es gibt einige Einschränkungen für die vorliegende Arbeit. Erstens basieren diese Ergebnisse auf einer einzelnen Mückenart und -stamm sowie einem einzelnen Insektizid. Weitere Arbeiten müssen durchgeführt werden, um die Generalisierbarkeit dieser Ergebnisse zu bewerten. Insbesondere wurde bei der hier durchgeführten Arbeit Ae verwendet. Aegypti als Modellart, wohingegen CDC-Flaschen-Bioassays und WHO-Röhrchentests auch häufig an Anopheles-Mücken durchgeführt werden. Es gibt jedoch wenig Grund zu der Annahme, dass der hier dargestellte Variationsgrad bei Anopheles-Mücken unterschiedlich sein würde. Unterschiedliche Insektizide können auch unterschiedliche chemische Strukturen aufweisen, die sich auf ihre Bindung an unterschiedliche Materialien auswirken und so die Verfügbarkeit von Insektiziden in den verschiedenen Tests beeinflussen. Ob sich dies auf zufällige Variationen in den Tests auswirkt, muss beurteilt werden. Als nächstes wurde in unserer Studie ein hohes Maß an Variation festgestellt, insbesondere beim CDC-Flaschen-Bioassay. Viele Studien berichten nicht über Ergebnisse einzelner Replikate, daher ist es schwierig zu beurteilen, ob diese Variation außerhalb der Norm liegt. In einigen Studien, in denen diese Daten einbezogen wurden, wurde jedoch auch ein hohes Maß an Variation in den Dosis-Wirkungs-Daten des Flaschen-Bioassays beobachtet [31, 51], obwohl eine solche starke Variation nicht immer zu beobachten ist [52]. Da einzelne Dosiswiederholungen im Dosis-Wirkungs-Experiment unserer Studie an verschiedenen Tagen durchgeführt und blind bewertet wurden, wurden natürliche Schwankungen der täglichen Bedingungen des Mückenbeckens, der Umgebung und der Flaschenbeschichtung erfasst. Da außerdem die Mortalitätsbeurteilung nach 30-minütiger Exposition sehr subjektiv sein kann, führt die blinde Beurteilung verschiedener Dosen dazu, dass diese Subjektivität in die Mortalitätsbeurteilung einbezogen wird. Im Gegensatz dazu kann die Beurteilung einer Einzeldosis an einem einzigen Tag nicht blind durchgeführt werden und weist eine erhöhte Wahrscheinlichkeit einer Verzerrung hin zu einer geringeren Variabilität auf. Tatsächlich wurde in unserem zweiten Experiment mit einer Einzeldosis eine geringere Variabilität beobachtet, was auf mangelnde Variationen von Tag zu Tag, eine Verringerung der unbewussten Voreingenommenheit bei der Mortalitätsbeurteilung oder beides zurückzuführen sein könnte. Wir gehen davon aus, dass die Variation, die wir in diesen Experimenten gemessen haben, eine Unterschätzung dessen darstellt, was im Feld auftreten würde, wo es wahrscheinlich zu zusätzlichen Variationen von Labor zu Labor, Forschervariationen, genetischen Hintergrundvariationen der Mücken und Umweltvariationen kommen würde Einfluss auf die phänotypische Reaktion auf Insektizide [10]. Tatsächlich kam es bei der Zusammenstellung von Dosis-Wirkungs-Daten über verschiedene Studienorte hinweg zu erheblichen Schwankungen [29, 53]. Abschließend ist es wichtig anzumerken, dass [54] die Mücken während der Handhabung und Exposition kontrollierten Raumtemperaturbedingungen ausgesetzt waren (21 ± 2 °C, 23 ± 3 % relative Luftfeuchtigkeit), die sowohl hinsichtlich der Temperatur als auch der Luftfeuchtigkeit niedriger sind als optimale Bedingungen für diese Mücken (Aufzucht und Haltung nach der Exposition bei 27 °C, 80 % relative Luftfeuchtigkeit). Während sich diese Bedingungen wahrscheinlich auf die Mücken und ihre Anfälligkeit gegenüber Insektiziden auswirken [10], ist es unwahrscheinlich, dass sie die zwischen den verschiedenen Tests beobachteten Unterschiede in der Varianz erklären.

Unsere Daten zeigen, dass der topische Bioassay die geringste Variation erzeugt und daher wohl am genauesten ist, um technische Resistenzen festzustellen. Im Gegensatz dazu führte der CDC-Flaschen-Bioassay zu einem hohen Grad an zufälliger Variation und damit zu einer geringen Sensitivität beim Vergleich von Populationen über Zeit oder Raum, wie bereits zuvor beobachtet wurde [18]. Diese Erkenntnisse sind von entscheidender Bedeutung, insbesondere da der CDC-Flaschen-Bioassay häufig im Feld eingesetzt wird und sein Einsatz bei neueren Insektiziden und zur Bestimmung der Resistenzintensität zunehmen könnte. Unsere Ergebnisse legen nahe, dass bei der Interpretation der Daten aus solchen Tests Vorsicht geboten ist, insbesondere wenn kleine Proben verwendet wurden [8]. Während sowohl CDC-Flaschen-Bioassays als auch WHO-Röhrchentests als einfache und grobe Methode zur Diagnose stark resistenter Populationen wirksam sein können, wären Bioassays mit topischer Anwendung möglicherweise besser geeignet als aktuelle Intensitätstests zur Beurteilung und zum Vergleich von Resistenzniveaus, insbesondere bei niedrigen Resistenzniveaus und Bevölkerungsgruppen mit mittlerem Widerstand.

Der Datensatz, der die Schlussfolgerungen dieses Artikels stützt, ist als Zusatzdatei enthalten: 1, 2 und 3.

95 %-Konfidenzintervall

Zentren für Krankheitskontrolle und Prävention

Deltamethrin

Tödliche Konzentration, die 50 % der exponierten Mücken tötet

Tödliche Dosis, die 50 % der exponierten Mücken tötet

Aedes aegypti-Stamm, isoliert aus Maricopa County

Relative Luftfeuchtigkeit

Weltgesundheitsorganisation

Moyes CL, Vontas J, Martins AJ, Ng LC, Koou SY, Dusfour I, et al. Aktueller Stand der Insektizidresistenz bei den wichtigsten Aedes-Überträgern von Arboviren, die Menschen infizieren. PLoS Negl Trop Dis. 2017;11:1–20.

Artikel Google Scholar

Weltgesundheitsorganisation. Weltmalariabericht 2021. Genf, Schweiz; 2021. https://www.who.int/teams/global-malaria-programme/reports/world-malaria-report-2021.

Dusfour I, Vontas J, David JP, Weetman D, Fonseca DM, Corbel V, et al. Management der Insektizidresistenz bei den wichtigsten Aedes-Vektoren von Arboviren: Fortschritte und Herausforderungen. PLoS Negl Trop Dis. 2019;13:e0007615.

Artikel Google Scholar

Hancock PA, Hendriks CJM, Tangena JA, Gibson H, Hemingway J, Coleman M, et al. Kartierung von Trends bei Insektizidresistenz-Phänotypen bei afrikanischen Malaria-Überträgern. PLoS Biol. 2020;18:e3000633.

Artikel CAS Google Scholar

Weltgesundheitsorganisation. Handbuch zur Überwachung der Insektizidresistenz bei Mückenüberträgern und zur Auswahl geeigneter Interventionen. Genf, Schweiz; 2022. https://apps.who.int/iris/handle/10665/356964

Weltgesundheitsorganisation. Rahmen für einen nationalen Plan zur Überwachung und Verwaltung der Insektizidresistenz bei Malariaüberträgern. Genf, Schweiz; 2017. http://www.who.int/malaria/publications/atoz/9789241512138/en/.

Brogdon W, Chan A. Leitfaden zur Bewertung der Insektizidresistenz bei Vektoren mithilfe des CDC-Flaschen-Bioassays (mit Beilagen 1 (2012) und 2 (2014). CDC Atlanta: CDC Technical Report. 2010. http://www.cdc.gov/ malaria/features/bioassay.html.

Blouquy L, Mottet C, Olivares J, Plantamp C, Siegwart M, Barrès B. Wie unterschiedliche Parameter den Insektizidresistenz-Bioassay beeinflussen: Ein Beispiel für den weltweit invasiven Schädling Drosophila suzukii. Plus eins. 2021;16:e0247756.

Artikel CAS Google Scholar

Grossman MK, Oliver SV, Brooke BD, Thomas MB. Einsatz alternativer Bioassays zur Untersuchung des Einflusses der Pyrethroidresistenz auf die LLIN-Wirksamkeit. Parasitenvektoren. 2020;13:179.

Artikel CAS Google Scholar

Namias A, Jobe NB, Paaijmans KP, Huijben S. Die Notwendigkeit praktischer Richtlinien zur Insektizidresistenz, um Programme zur Bekämpfung von durch Mücken übertragenen Krankheiten wirksam zu informieren. Elife. 2021;10:e65655.

Artikel CAS Google Scholar

Weltgesundheitsorganisation. Bestimmung diskriminierender Konzentrationen von Insektiziden zur Überwachung der Resistenz bei Mücken: Bericht einer multizentrischen Laborstudie und Expertenkonsultationen der WHO. Genf, Schweiz; 2022. https://www.who.int/publications/i/item/9789240045200. Zugriff am 07. Dezember 2022.

Jensen BM, Althoff RA, Rydberg SE, Royster EN, Estep A, Huijben S. Bioassay zur topischen Anwendung zur Quantifizierung der Insektizidtoxizität für Mücken und Fruchtfliegen. J Vis Exp. 2022;2022:e63391.

Google Scholar

Chang F, Dutta S, Becnel JJ, Estep AS, Mascal M. Synthese des Insektizids Prothrin und seiner Analoga aus aus Biomasse gewonnenem 5-(Chlormethyl)furfural. J Agrarlebensmittelchemie. 2014;62:476–80.

Artikel CAS Google Scholar

Parsons GJI, Lees RS, Balaska S, Vontas J. Ein praktischer Bioassay zur Überwachung der Insektizidresistenz für oral aufgenommenes Dinotefuran bei Anopheles-Malariavektoren. Insekten. 2022;13:311.

Artikel Google Scholar

Weltgesundheitsorganisation. Richtlinien zum Testen von Mücken-Adultiziden zum Besprühen von Innenräumen und zur Behandlung von Moskitonetzen. Genf, Schweiz; 2006. https://www.who.int/publications/i/item/WHO-CDS-NTD-WHOPES-GCDPP-2006.3. Zugriff am 07. Dezember 2022.

Uragayala S, Verma V, Natarajan E, Velamuri PS, Kamaraju R. Adultizide und larvizide Wirksamkeit von drei Neonikotinoiden gegen insektizidempfindliche und resistente Mückenstämme. Indian J Med Res. 2015;142:64–70.

Artikel CAS Google Scholar

Chan HH, Mustafa FFW, Zairi J. Bewertung des Anfälligkeitsstatus von Aedes albopictus auf der Insel Penang mithilfe zweier verschiedener Tests. Trop Biomed Trop Biomed. 2011;28:464–70.

CAS Google Scholar

Waits CM, Fulcher A, Louton JE, Richardson AG, Becnel JJ, Xue R, et al. Eine vergleichende Analyse der Resistenztestmethoden bei Aedes albopictus (Diptera: Culicidae) aus St. Johns County. Florida Fla Entomol. 2017;100:571–7.

Artikel CAS Google Scholar

Estep AS, Sanscrainte ND, Waits CM, Bernard SJ, Lloyd AM, Lucas KJ, et al. Quantifizierung der Permethrinresistenz und der kdr-Allele in Florida-Stämmen von Aedes aegypti (L.) und Aedes albopictus (Skuse). PLoS Negl Trop Dis. 2018;12:e0006544.

Artikel Google Scholar

CDC. CDC-Flaschen-Bioassay [Internet]. Verfügbar unter: https://www.cdc.gov/parasites/education_training/lab/bottlebioassay.html. Zugriff am 15. August 2022.

Messenger LA, Shililu J, Irish SR, Anshebo GY, Tesfaye AG, Ye-Ebiyo Y, et al. Insektizidresistenz bei Anopheles arabiensis aus Äthiopien (2012–2016): eine landesweite Studie zur Überwachung der Insektizidresistenz. Malar J. 2017;16:469.

Artikel Google Scholar

Pwalia R, Joannides J, Iddrisu A, Addae C, Acquah-Baidoo D, Obuobi D, et al. Hohe Intensität der Insektizidresistenz von Anopheles gambiae (sl) und geringe Wirksamkeit von Pyrethroid-LLINs in Accra, Ghana. Parasitenvektoren. 2019;12:299.

Artikel Google Scholar

Owusu HF, Jančáryová D, Malone D, Müller P. Vergleichbarkeit zwischen Insektizidresistenz-Bioassays für Mückenvektoren: Zeit, die aktuelle Methodik zu überprüfen? Parasitenvektoren. 2015;8:357.

Artikel Google Scholar

Owuor KO, Machani MG, Mukabana WR, Munga SO, Yan G, Ochomo E, et al. Insektizidresistenzstatus von ruhenden Malariavektoren im Innen- und Außenbereich an einem Hochland- und Tieflandstandort im Westen Kenias. Plus eins. 2021;16:e0240771.

Artikel CAS Google Scholar

Vatandoost H, Abai MR, Akbari M, Raeisi A, Yousefi H, Sheikhi S, et al. Vergleich des CDC-Flaschen-Bioassays mit der WHO-Standardmethode zur Beurteilung der Anfälligkeit des Malariavektors Anopheles stephensi gegenüber drei Imagiziden. J Arthropod Borne Dis. 2019;13:17–26.

Google Scholar

Rakotoson JD, Fornadel CM, Belemvire A, Norris LC, George K, Caranci A, et al. Insektizidresistenzstatus von drei Malariavektoren, Anopheles gambiae (sl), An. funestus und An mascarensis, von der Süd-, Mittel- und Ostküste Madagaskars. Parasitenvektoren. 2017;10:396.

Artikel Google Scholar

Kpanou CD, Sagbohan HW, Sovi A, Osse R, Padonou GG, Salako A, et al. Bewertung der Insektizidanfälligkeit und Resistenzintensität von Anopheles gambiae sl-Populationen aus einigen Distrikten der Republik Benin in Westafrika. J Med Entomol. 2022;59:949–56.

Artikel CAS Google Scholar

Sovi A, Keita C, Sinaba Y, Dicko A, Traore I, Cisse MBM, et al. Anopheles gambiae (sl) weisen in ganz Süd- und Zentralmali (2016–2018) eine hochintensive Pyrethroidresistenz auf: PBO oder LLINs der nächsten Generation könnten eine bessere Kontrolle ermöglichen. Parasitenvektoren. 2020;13:239.

Artikel CAS Google Scholar

Lissenden N, Kont M, Essandoh J, Ismail H, Churcher T, Lambert B, et al. Überprüfung und Metaanalyse der Beweise für die Wahl zwischen bestimmten Pyrethroiden für programmatische Zwecke. Insekten. 2021;12:826.

Artikel Google Scholar

Boubidi SC, Roiz D, Rossignol M, Chandre F, Benoit R, Raselli M, et al. Wirksamkeit von ULV und thermischen Aerosolen von Deltamethrin zur Bekämpfung von Aedes albopictus in Nizza, Frankreich. Parasitenvektoren. 2016;9:597.

Artikel Google Scholar

Bagi J, Grisales N, Corkill R, Morgan JC, N'Falé S, Brogdon WG, et al. Wenn ein differenzierender Dosistest nicht ausreicht: Messung der Intensität der Insektizidresistenz bei Malariaüberträgern. Malar J. 2015;14:210.

Artikel Google Scholar

McAllister JC, Scott M. CONUS-Handbuch zur Bewertung der Insektizidresistenz bei Mücken mit dem CDC-Flaschen-Bioassay-Kit. 2020. https://www.cdc.gov/zika/pdfs/CONUS-508.pdf. Zugriff am 31. Januar 2022.

Robertson JL, Jones MM, Olguin E, Alberts B. Bioassays mit Arthropoden. 3. Aufl. Boca Raton: CRC Press, Taylor & Francis Group; 2017.

Buchen Sie Google Scholar

Vera-Maloof FZ, Saavedra-Rodriguez K, Penilla-Navarro RP, Rodriguez-Ramirez AD, Dzul F, Manrique-Saide P, et al. Verlust der Pyrethroidresistenz in neu gegründeten Laborkolonien von Aedes aegypti. PLoS Neglect Troop Dis. 2020;14:e0007753.

Artikel Google Scholar

Stenhouse SA, Plernsub S, Yanola J, Lumjuan N, Dantrakool A, Choochote W, et al. Nachweis der V1016G-Mutation im spannungsgesteuerten Natriumkanal-Gen von Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) durch einen allelspezifischen PCR-Assay sowie deren Verteilung und Wirkung auf die Deltamethrin-Resistenz in Thailand. Parasitenvektoren. 2013;6:253.

Artikel Google Scholar

Du Y, Nomura Y, Zhorov BS, Dong K. Natriumkanalmutationen und Pyrethroidresistenz bei Aedes aegypti. Insekten. 2016;7:60.

Artikel Google Scholar

Zentren für Krankheitskontrolle und Prävention. Leitfaden zur Bewertung der Insektizidresistenz bei Vektoren mithilfe des CDC-Flaschen-Bioassays. https://www.cdc.gov/malaria/resources/pdf/fsp/ir_manual/ir_cdc_bioassay_en.pdf. Zugriff am 5. Mai 2017.

Abbott WS. Eine Methode zur Berechnung der Wirksamkeit eines Insektizids. J Am Mosq Control Assoc. 1987;3:302–3.

CAS Google Scholar

R-Kernteam. R: eine Sprache und Umgebung für statistische Berechnungen [Internet]. R Foundation for Statistical Computing. Wien, Österreich: R Foundation for Statistical Computing; 2022. https://www.r-project.org/. Zugriff am 07. Dezember 2022.

Karunarathne P, Pocquet N, Labbé P, Milesi P. BioRssay: ein R-Paket für Analysen von Bioassays und Probit-Graphen. Parasitenvektoren. 2022;15:35.

Artikel Google Scholar

Commo F, Bot BM. nplr: Logistische Regression mit N-Parametern. R-Paketversion 0.1–7. https://CRAN.R-project.org/package=nplr. Zugriff am 19. Juli 2022.

Lyon RL. Struktur und Toxizität von Insektizidablagerungen zur Bekämpfung von Borkenkäfern. Tech Bull. 1965;1343:1–54.

Google Scholar

Barlow F, Hadaway AB. Einige Faktoren beeinflussen die Verfügbarkeit von Kontaktinsektiziden. Bull Entomol Res. 1952;43:91–100.

Artikel CAS Google Scholar

Bruce WN. Eigenschaften von Restinsektiziden, die für die Stubenfliege giftig sind. Bull Ill Nat Hist-Umfrage. 1949;25:1.

Artikel Google Scholar

Vickers LG. Vergleich einiger DDT-Formulierungen. Rep Ent Soc Ont. 1946;77:19–20.

Google Scholar

Hadaway AB, Barlow F. Einige Aspekte der Wirkung des Lösungsmittels auf die Toxizität der Insektizidlösung. Ann Appl Biol. 1952;46:133–48.

Artikel Google Scholar

Mensch J, di Battista C, de Majo MS, Campos RE, Fischer S. Erhöhte Größe und Energiereserven bei diapausierenden Eiern gemäßigter Aedes aegypti-Populationen. J Insektenphysiologie. 2021;131:104232.

Artikel CAS Google Scholar

Foley DH, Wilkerson RC, Kim HC, Klein TA, Kim MS, Li C, et al. Flügelgröße und -parität als Marker der Kohortendemographie für potenzielle Malariaüberträger vom Typ Anopheles (Culicidae: Diptera) in der Republik Korea. J Vector Ecol J Vector Ecol. 2020;45:366–79.

Artikel Google Scholar

Agyekum TP, Botwe PK, Arko-Mensah J, Issah I, Acquah AA, Hogarh JN, et al. Eine systematische Überprüfung der Auswirkungen der Temperatur auf die Entwicklung und das Überleben von Anopheles-Mücken: Auswirkungen auf die Malariabekämpfung in einem künftig wärmeren Klima. Int J Environ Res Public Health. 2021;18:7255.

Artikel CAS Google Scholar

Jass A, Yerushalmi GY, Davis HE, Donini A, MacMillan HA. Eine beeindruckende Fähigkeit zur Kältetoleranzplastizität schützt vor einem ionoregulatorischen Kollaps beim Krankheitsüberträger Aedes aegypti. J Exp Biol. 2019;222:jeb214056.

Artikel Google Scholar

Ngufor C, Govoetchan R, Fongnikin A, Vigninou E, Syme T, Akogbeto M, et al. Wirksamkeit von Broflanilid (VECTRON T500), einem neuen Metadiamid-Insektizid, zum Sprühen von Rückständen in Innenräumen gegen Pyrethroid-resistente Malariavektoren. Sci Rep. 2021;11:7976.

Artikel CAS Google Scholar

Lees RS, Ambrose P, Williams J, Morgan J, Praulins G, Ingham VA, et al. Tenebenal: ein Metadiamid mit Potenzial für den Einsatz als Insektizid mit neuartiger Wirkungsweise für die öffentliche Gesundheit. Malar J. 2020;19:398.

Artikel CAS Google Scholar

Oxborough RM, Seyoum A, Yihdego Y, Chabi J, Wat'senga F, Agossa FR, et al. Bestimmung der diskriminierenden Konzentration von Chlorfenapyr (Pyrrol) und Anopheles gambiae sensu lato-Empfindlichkeitstests zur Vorbereitung der Verteilung von mit Interceptor® G2-Insektiziden behandelten Netzen. Malar J. 2021;20:316.

Artikel CAS Google Scholar

Balmert NJ, Rund SSC, Ghazi JP, Zhou P, Duffield GE. Tageszeitspezifische Veränderungen der metabolischen Entgiftung und Insektizidresistenz bei der Malariamücke Anopheles gambiae. J Insektenphysiologie. 2014;64:30–9.

Artikel CAS Google Scholar

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Die Ae. Der Stamm aegypti MC1 wurde uns freundlicherweise von Dr. Michael Riehle von der University of Arizona zur Verfügung gestellt. Wir danken Dr. Robin Harris, Dr. James Collins und Dr. Krijn Paaijmans (Arizona State University) für nützliche Diskussionen. Wir danken auch Sarah Rydberg für ihre Unterstützung bei der Aufzucht der MC1-Mückenkolonien. ASU Vislab wird für das Design von Abb. 1 gedankt.

Diese Forschung wurde von der National Science Foundation unterstützt (Preisnummern 2047572 und 2052363).

Das Center for Evolution & Medicine, School of Life Sciences, Arizona State University, Tempe, AZ, USA

Rachel A. Althoff & Silvie Huijben

Computational and Modeling Sciences Center, Simon A. Levin Mathematical, Arizona State University, Tempe, AZ, USA

Silvia Huijben

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RAA hat die Experimente entworfen und durchgeführt. SH konzipierte die ursprüngliche Idee und übernahm die Gesamtaufsicht. Sowohl RAA als auch SH führten die Datenanalyse durch und verfassten gemeinsam das Manuskript. Beide Autoren haben das endgültige Manuskript gelesen und genehmigt.

Korrespondenz mit Silvie Huijben.

Unzutreffend.

Unzutreffend.

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden Interessen haben.

Springer Nature bleibt neutral hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten.

CDC-Flaschen-Bioassay-Daten.

WHO-Röhrchentestdaten.

Bioassay-Daten zur topischen Anwendung.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Althoff, RA, Huijben, S. Vergleich der Variabilität der Mortalitätsdaten, die durch den CDC-Flaschen-Bioassay, den WHO-Röhrchentest und den Bioassay zur topischen Anwendung unter Verwendung von Aedes aegypti-Mücken generiert wurden. Parasites Vectors 15, 476 (2022). https://doi.org/10.1186/s13071-022-05583-2

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Eingegangen: 09. September 2022

Angenommen: 08. November 2022

Veröffentlicht: 20. Dezember 2022

DOI: https://doi.org/10.1186/s13071-022-05583-2

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