Praktischer Leitfaden zur Diagnostik von gastrointestinalen Nematoden, Leberegeln und Lungenwurminfektionen bei Wiederkäuern: Interpretation und Verwendbarkeit der Ergebnisse

Parasites & Vectors Band 16, Artikelnummer: 58 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Details zu den Metriken

Die Diagnostik von Wiederkäuerparasiten bleibt einer der Eckpfeiler für bewährte Verfahren zur Parasitenbekämpfung. Feldtierärzten stehen mehrere Techniken zur Identifizierung und/oder Quantifizierung von Magen-Darm-Nematoden, Lungenwürmern und Leberegeln zur Verfügung (Kot-Eierzählung, Koprokultur, FAMACHA®, Plasma-Pepsinogen, ELISA-Ostertagia, ELISA-Fasciola, Baermann und ELISA-Lungworm). kleine Wiederkäuer und Rinder infizieren. Jedes dieser Diagnosetools hat seine eigenen Stärken und Schwächen und ist besser für einen bestimmten Produktionsbetrieb und/oder das Alter des Tieres (jung und ausgewachsen) geeignet. Diese Überprüfung konzentriert sich auf die Benutzerfreundlichkeit und Interpretation der Ergebnisse dieser Diagnosetools. Es werden die fortschrittlichsten technischen Informationen zu Probenahme, Lagerung, Vorteilen und Einschränkungen jedes Werkzeugs für verschiedene Arten von Produktionsvorgängen und Tierkategorien bereitgestellt.

In der Vergangenheit zeichneten sich viele Entwurmungsprogramme durch kalenderbasierte Deckenbehandlungen für die ganze Herde/Herde aus. Außerdem wurden Tieren in der Vergangenheit, insbesondere in einigen Gebieten, in denen die klimatischen Bedingungen die Entwicklung präparasitärer Stadien in der Umwelt begünstigen, alle zwei Wochen oder monatlich Anthelminthika verabreicht [1]. Dieser Ansatz hat zur Entwicklung einer Resistenz gegen die meisten derzeit auf dem Markt erhältlichen Anthelminthika geführt. Resistenzprobleme wurden bis vor Kurzem durch die Behandlung von Tieren mit neuen Produkten gelöst, die auf neuen pharmazeutischen Wirkstoffen mit innovativen Wirkmechanismen basierten [2]. Obwohl im letzten Jahrzehnt neue anthelmintische Moleküle wie Monepantel und Derquantel entwickelt wurden, wurde seit der Markteinführung von Ivomec® (Ivermectin, das erste makrozyklische Lakton) in den frühen 1980er Jahren kein neues Anthelminthikum der Endektozidklasse entwickelt. Aufgrund strengerer Lebensmittelsicherheits- und Ökotoxizitätsvorschriften ist die Entwicklung neuer Produkte noch komplexer geworden, was zu deutlich höheren Kosten und längeren Zeiten bis zur kommerziellen Verfügbarkeit des Produkts führt. Daher ist es unwahrscheinlich, dass neue innovative Produkte schnell genug auf den Markt kommen, um die Resistenzentwicklung zu übertreffen. Folglich sollten chemische Behandlungen zunehmend bedarfsorientiert erfolgen, Diagnoseergebnisse vorausgehen und an die örtlichen Gegebenheiten im Betrieb angepasst werden [3].

Diese kritische Situation erfordert koordinierte Anstrengungen der Tiergesundheitsindustrie, der wissenschaftlichen Gemeinschaft, der Tierärzte, der politischen Entscheidungsträger, der Produzenten und anderer Interessengruppen und erfordert einen vollständigen Paradigmenwechsel im Ansatz zur Parasitenbekämpfung. Es ist unbedingt erforderlich, vom ausschließlich chemischen Ansatz wegzukommen und sich stattdessen der Umsetzung bewährter Verfahren zur Parasitenbekämpfung zuzuwenden. Es gibt keine Einheitslösung mehr; Mehrfache Arzneimittelresistenzen haben eine Rückkehr zu den Grundlagen der Parasitologie erzwungen, um die wirksamsten und nachhaltigsten Programme zur Parasitenbekämpfung zu ermitteln [2].

Bei der Erreichung dieses Ziels spielt die Diagnostik eine wichtige Rolle; Der Erfolg eines Parasitenbekämpfungsprogramms hängt jedoch auch von weiteren Faktoren ab, wie etwa der parasitologischen Vorgeschichte und den Haltungspraktiken des Betriebs. Auch die Überwachung der Epidemiologie und der Wetterbedingungen ist wichtig. Wenn solche Daten auf Betriebsebene nicht verfügbar sind, könnten regionale Daten eine Option sein.

Der Zweck dieser Leitlinien besteht darin, auf Betriebsebene praktische Ratschläge zur Verwendbarkeit und Interpretation der Ergebnisse von Diagnoseinstrumenten für interne Parasiten bei Wiederkäuern zu geben. Dieses Dokument konzentriert sich auf die Techniken, die derzeit für Produzenten/Tierärzte verfügbar sind, und enthält eine Zusammenfassung der fortschrittlichsten wissenschaftlichen Informationen zu diesem Thema. Das Ergebnis ist eine Zusammenstellung praktischer Anweisungen zum „Warum“ und „Wann“ der einzelnen verfügbaren Tools und letztendlich zur Interpretation der Ergebnisse. Mehrere Techniken, die derzeit nur im wissenschaftlichen Bereich verfügbar sind, beispielsweise quantitative PCR, schleifenvermittelte isotherme Amplifikation (LAMP), digitale Droplet-PCR (ddPCR) und Next-Generation-Sequencing-Nemabiome-Barcoding, fallen nicht in den Geltungsbereich dieses Dokuments.

Für die Zählung fäkaler Eier (FEC) bei Rindern und kleinen Wiederkäuern stehen verschiedene Techniken zur Verfügung. Im Allgemeinen besteht eine FEC aus dem Wiegen einer Probe frisch gesammelten Kots, dem Homogenisieren der Probe mit einer Flotationslösung und dem anschließenden Filtern oder Zentrifugieren der Fäkalienaufschlämmung, um große Schmutzpartikel zu entfernen. Das Flotationsprinzip trennt die Eier zur Identifizierung und Quantifizierung mithilfe eines Mikroskops. FEC kann für die Diagnose von Einzelpersonen oder Gruppen (gepoolte oder zusammengesetzte Probenahme) verwendet werden.

Die McMaster-Technik [4] ist die am weitesten verbreitete Methode zur Diagnose einer gastrointestinalen Nematodeninfektion (GIN), da sie einfach und kostengünstig durchzuführen ist und keine hochentwickelte Laborausrüstung erfordert [5]. Eine weitere bekannte Technik ist das modifizierte Wisconsin-Protokoll [6]. Darüber hinaus wurden in den letzten Jahren mehrere Weiterentwicklungen der FEC-Methoden entwickelt, beispielsweise Mini-FLOTAC [7] und FECPAK [8]. In jüngerer Zeit wurden automatisierte FEC-Techniken entwickelt, die künstliche Intelligenz und maschinelles Lernen zur automatischen Erkennung und Zählung von Wurmeiern nutzen; Einige davon könnten in naher Zukunft im Handel erhältlich sein.

Der Zeitpunkt der Probenahme ist wichtig. Aufgrund der Immunität nimmt die FEC normalerweise mit zunehmendem Alter des Wirts ab; Allerdings kann es je nach Zuchtstatus und/oder Jahreszeit auch bei Erwachsenen zunehmen [9].

Die Anzahl der beprobten Tiere muss ausreichend sein. Die beprobten Tiere sollten derselben Kategorie angehören (Jungtiere, Erwachsene, Färsen usw.) und auf derselben Weide unter denselben Managementaktivitäten gehalten werden. Je höher die Anzahl der untersuchten Tiere, desto besser.

Schafbetriebe. Eine gepoolte Probe von 10 Schafen ermöglicht eine zuverlässige Schätzung der mittleren FEC in den meisten Herden, vorausgesetzt, dass von jedem Tier die gleiche Menge Kot gesammelt wird und die Kotproben gründlich mit der Flotationsflüssigkeit vermischt werden [10].

Rinderfarmen: Mindestens 10 Tiere (oder 10 % der Gruppe) nach Kategorie (Jungtiere, Erwachsene usw.) sollten beprobt werden [11].

Korrekte Lagerung und Versand von Stuhlproben. Aus praktischen Gründen muss Stuhlmaterial vor der koprologischen Untersuchung ordnungsgemäß gelagert werden. Unzureichende Lagerbedingungen können zu einer Verringerung der Eizellenzahl führen. Eine künstliche Verringerung der FEC erfolgt hauptsächlich aufgrund des Schlüpfens von Eiern oder des biologischen Abbaus. Bei Verwendung von Sammelbeuteln muss vor dem Verschließen die Luft herausgedrückt werden; Wenn Sie Töpfe verwenden, sollten diese bis zum Rand gefüllt sein, um Luft auszuschließen. Die Proben sollten kühl (ca. 4 °C) aufbewahrt und innerhalb weniger Tage nach der Entnahme analysiert werden. Es wird empfohlen, Beutel oder Behälter mit Fäkalien in eine Kühlbox mit Gefrierbeuteln zu legen und dabei den direkten Kontakt der Beutel oder Behälter mit den Gefrierbeuteln zu vermeiden (z. B. durch Verwendung einer dicken Lage Zeitungspapier). Wenn eine Koprokultur durchgeführt werden soll, vermeiden Sie es, die Proben länger als über Nacht im Kühlschrank aufzubewahren.

Unterschiedliche Methoden wirken sich auf die Ergebnisse aus. Es gibt viele technische Ursachen für die Variabilität der FEC-Ergebnisse, darunter präanalytische Faktoren (wie Sammlung, Kennzeichnung und Lagerung von Stuhlproben) und analytische Faktoren (wie Volumen/Gewicht von Stuhlproben, Filtration, Homogenisierung und Flotationslösungen). Der wichtigste Faktor ist die Konsistenz des verwendeten FEC-Protokolls im Laufe der Zeit. Die Verwendung desselben Labors für die Untersuchung verschiedener Proben (und natürlich derselben FEC-Methodik) ermöglicht den Vergleich der Ergebnisse im Laufe der Zeit und ermöglicht die Aufzeichnung des parasitologischen Status jeder Herde unter der Obhut des Tierarztes. Weitere Informationen zu den Auswirkungen der Probleme/Ergebnisse im Zusammenhang mit verschiedenen FEC-Methoden finden Sie bei Nielsen [12].

Eier verschiedener Arten können nicht immer unterschieden werden. Die wichtigsten GINs von Nutztieren sind taxonomisch in den Überfamilien Trichostrongyloidea und Strongyloidea enthalten; Daher werden die Ergebnisse der FEC-Techniken in Zahlen von Trichostrongylen oder Strongyliden-Eiern pro Gramm (EPG) Kot angegeben. Die Morphometrie der Eier verschiedener GINs überschneidet sich erheblich zwischen Gattungen und Arten, was eine Identifizierung auf Gattungs- oder Artenebene verhindert. Die Ausnahmen sind in Abb. 1 dargestellt: die Gattungen Nematodirus, Trichuris, Capillaria und Strongyloides, die sowohl bei Rindern als auch bei kleinen Wiederkäuern vorkommen; Skrjabinema bei kleinen Wiederkäuern und Toxocara bei Rindern.

Verschiedene Helminthen produzieren unterschiedliche Mengen an Eiern pro Tag. Im Hinblick auf die tägliche Eiproduktion sind einige Parasiten produktiver als andere. Wenn die Hauptgattung, die Rinder infiziert, Ostertagia ist (kein sehr produktiver Helminthen), kann eine erhebliche Auswirkung auf die Produktivität durch eine niedrige bis mäßige Eierzahl erklärt werden. Die tägliche Eierproduktion verschiedener GIN-Arten ist in Tabelle 1 dargestellt.

Auch die Konsistenz des Kots beeinflusst die Ergebnisse: Jeder, der sowohl auf Milchviehbetrieben als auch in Rindfleischbetrieben war, hat den Unterschied in der Konsistenz des Kots bemerkt. Milchkühe haben normalerweise mehr flüssigen Kot als Fleischtiere. Tiere, die an bestimmten Krankheiten leiden, können Durchfall bekommen. Beim Ziehen von Schlussfolgerungen sollte die Wassermenge in der Probe berücksichtigt werden, da Eier in einer wässrigen Probe verdünnt werden könnten und für Schafe verschiedene Anpassungsfaktoren vorgeschlagen wurden [13].

Die Interpretation der Ergebnisse ist nicht einfach. FEC-Ergebnisse sollten mit Vorsicht interpretiert werden, da mehrere Faktoren die Ergebnisse beeinflussen können. Ein solcher Faktor ist die Pathogenität von Parasiten: Niedrige FEC-Ergebnisse, die von schädlicheren Arten (wie Ostertagia bei Rindern) stammen, könnten erhebliche Produktivitätsverluste erklären.

Eier von Magen-Darm-Nematoden von Nutztieren, die häufig in Stuhlproben vorkommen. a Ei vom Strongyliden-Typ, b Nematodirus spp. Ei, c Strongyloides spp. Ei, d Skrjabinema spp. Ei, e Trichuris spp. Ei, f Toxocara spp. Ei, g Capillaria spp. Ei

Die Antworten auf die folgenden Fragen liefern wertvolle Informationen zur Interpretation der Ergebnisse:

Datum der Probenahme

Die Parasitenbelastung (und die Zusammensetzung der Parasitenarten) der Tiere variiert im Laufe des Jahres. Daher ist es wichtig, die Epidemiologie der wichtigsten Parasiten in Ihrer Region kennenzulernen.

Welche Tierkategorie (Kälber, Kühe, Bullen, Lämmer, Mutterschafe usw.)/Rindergenotyp (Bos indicus vs. Bos taurus) wurde beprobt?

Wie oben erwähnt, entwickeln Tiere (Rinder oder Schafe) mit zunehmendem Alter eine Immunität, die die Fruchtbarkeit der Würmer verringert. Folglich wird die Anzahl der Eier zu einem weniger zuverlässigen Indikator für die Größe der Wurmlast. Kleine ausgewachsene Wiederkäuerweibchen werden kurz vor der Geburt weniger resistent gegen Parasiten.

Wann wurde die letzte antiparasitäre Behandlung durchgeführt und welches Produkt wurde verwendet?

Pharmazeutische Wirkstoffe weisen unterschiedliche Wirksamkeitsprofile auf und einige sind wirksamer gegen bestimmte Parasiten als andere. Beispielsweise ist Cooperia der dosislimitierende Parasit für makrozyklische Laktone, und Benzimidazole weisen eine unterschiedliche Wirksamkeit gegen Ostertagia-inhibierte Larven auf.

Abhängig von der Formulierung sorgt ein Parasitizid für eine kürzere oder längere anhaltende Wirkung, und einige sorgen nicht einmal für eine anhaltende Wirkung.

Überprüfen Sie immer das Produktetikett, um die Hinweise und die Dauer der antiparasitären Wirkung zu verstehen.

Art des Produktionsbetriebs

Der Kot von Milchvieh ist in der Regel flüssiger als der Kot von Fleischrindern.

Besatzquote

Je höher der Besatz ist, desto höher ist der potenzielle parasitologische Druck [14]. Mehr Tiere pro Hektar bedeuten, dass die Tiere in der Nähe von Mistfarmen fressen, was die Wahrscheinlichkeit der Aufnahme infektiöser Parasitenlarven erhöht.

Ernährungszustand und Nahrungsverfügbarkeit.

Tiere in gutem Ernährungszustand und mit der richtigen Ernährung sind resistenter/widerstandsfähiger gegen Parasiteninfektionen [15].

Weitere Informationen, die für die Interpretation der Ergebnisse wichtig sein könnten, beziehen sich auf den Grad der Infektiosität der Weide und das Wetter in den letzten Wochen der Probenahme.

Die Interpretation von FEC bei Rindern ist nicht eindeutig [19]. Ein Rind produziert pro Tag etwa 10 % seines Gewichts an Kot; Daher scheidet eine 500 kg schwere Kuh etwa 50 kg Kot pro Tag aus. Normalerweise wird eine Probe von etwa 20–40 g Kot entnommen, um eine FEC durchzuführen, von der ein kleinerer Teil analysiert wird (normalerweise 4 g). Das bedeutet, dass das Ergebnis der FEC auf einer Probe von nur 0,008 % der gesamten Kotmenge basiert, die das Tier an diesem Tag produziert hat.

Der wichtigste Nachteil des FEC besteht darin, dass je nach GIN-Gattung/Art möglicherweise kein konsistenter Zusammenhang zwischen ihm und der Wurmbelastung besteht (mit Ausnahme von Jungtieren zu Beginn der Weidesaison). FEC bleibt jedoch ein prognostisches Instrument zur Messung/Abschätzung, wie stark die Weide mit Parasiteneiern kontaminiert wird.

Eine hohe FEC (> 200 Eier pro Gramm [EPG] in Europa und > 500 EPG in Südamerika) bedeutet eine hohe Wahrscheinlichkeit einer erheblichen Parasitenbelastung. Ein niedriger FEC-Wert (< 50–100 EPG) bedeutet jedoch nicht zwangsläufig, dass das Tier nicht von einer anthelmintischen Behandlung profitiert. Beispielsweise könnte eine niedrige FEC das Ergebnis einer schlechten oder verspäteten Probenahme sein oder eine Wirtsreaktion widerspiegeln, die Energie, die zur Gewichtszunahme oder Milchproduktion verwendet werden sollte, auf ein sehr anspruchsvolles Immunsystem verlagert, um den Parasitismus auf einem niedrigen Niveau zu halten .

Wie bereits erwähnt, sollten auch das Alter der Tiere, die Art des Produktionsbetriebs, der Ernährungszustand und die Rasse(n) berücksichtigt werden, da sich europäische und indische Rassen in der Anfälligkeit für Parasiten unterscheiden [20, 21]. Ein weiterer Aspekt der FEC-Ergebnisse, der ihre Interpretation beeinflussen könnte, ist die Helminthenpathogenität. Beispielsweise ist Ostertagia pathogener, aber weniger fruchtbar als Cooperia, und Haemonchus ist sowohl pathogen als auch fruchtbar. Eine letzte interessante Tatsache über die FEC von Rindern ist, dass die Ostertagia-Eierproduktion pro Helminth abnimmt, wenn die Wurmpopulation im Labmagen des Wirts ansteigt.

Bestätigung des GIN-Parasitismus und Differenzialdiagnose zu anderen Ursachen von Durchfall und Sparsamkeit [22].

Screening auf das wirksamste Anthelminthikum (oder Überprüfung der Wirksamkeit der Behandlung). In diesem Zusammenhang wird ein FEC-Reduktionstest (FECRT) empfohlen, um den Anfälligkeits-/Resistenzstatus der GIN-Population eines bestimmten Betriebs gegenüber verschiedenen Anthelminthika zu bestimmen [11]. Bei diesem Test wird der Kot einer Gruppe von Tieren vor und nach der Behandlung zur FEC-Bestimmung gesammelt. Die FECs vor und nach der Behandlung werden zur Berechnung der Produktwirksamkeit verwendet. Für weitere Einzelheiten zur Vorgehensweise bei einer FECRT wird der Leser auf die COMBAR-Leitlinie [23] verwiesen. Aufgrund unterschiedlicher anhaltender Wirksamkeitsprofile variiert die Zeit für die Stuhlsammlung nach der Behandlung je nach verwendeter Arzneimittelklasse (siehe Tabelle 2). Bei einer Modifikation des FECRT werden keine FECs vor der Verabreichung durchgeführt und die Ergebnisse basieren auf der prozentualen Verringerung der mittleren FEC in den Behandlungsgruppen im Vergleich zu den nicht behandelten Kontrollen.

Kontrolle nach dem Durchnässen. Dies ist ein weniger strukturierter Ansatz zur Überprüfung der Produktwirksamkeit. Anstatt Proben vor und nach der Behandlung zu sammeln, werden die Fäkalien erst nach der Behandlung gesammelt (Tabelle 2) und für die FEC gepoolt. Diese Alternative ist nicht so zuverlässig wie das formale FECRT; andererseits ist es kostengünstiger und weniger zeitaufwändig.

Zur Überprüfung der Eiabsonderung neu gekaufter Tiere, bevor sie mit der stationären Herde auf die Weide entlassen werden.

Messung der Kontamination von Weiden (speziell in Westeuropa). FECs können zu Beginn der Weidesaison nützlich sein, da die Anzahl der in diesem Zeitraum abgegebenen Wurmeier (teilweise) die Anzahl infektiöser Larven auf der Weide in der zweiten Hälfte der Weidesaison bestimmt. Wenn der geometrische Mittelwert der FEC (mindestens 20 Tiere sollten beprobt werden) etwa 2 Monate nach dem Auslauf > 200 EPG beträgt, sollten die Tiere sofort behandelt werden, um Ausbrüche einer klinischen parasitären Gastroenteritis (PGE) zu vermeiden [5]. Es ist erwähnenswert, dass bei einem geometrischen Mittel FEC < 200 EPG die Wahrscheinlichkeit eines klinischen Ausbruchs auf 30 % sinkt. Es ist wichtig hervorzuheben, dass sich dieser Schwellenwert (200 EPG) auf klinische Parasitose bezieht, vor allem aber ist es wichtig, Verluste aufgrund subklinischer Parasitose zu vermeiden [24].

Gezielte Behandlung (TT). Die niedrigen FEC-Ergebnisse, die normalerweise in Proben von Tieren auf der Nordhalbkugel (und Milchkühen aus der Südhalbkugel) gefunden werden, haben jeden Versuch verhindert, einen erfolgreichen FEC-Schwellenwert für die subklinische PGE-Behandlung zu ermitteln. In tropischen und subtropischen Gebieten, wo der parasitäre Druck viel höher ist, könnten FEC-Ergebnisse jedoch wertvoller sein. Basierend auf einer aktuellen Arbeit [13] ist es möglich, Behandlungsschwellenwerte für Brasilien und möglicherweise auch für Grundstücke in anderen Ländern auf dem gleichen Breitengrad, vergleichbare Produktionssysteme (extensive Weidebedingungen) und eine ähnliche Mischung von Helmintheninfektionen (60–75) zu empfehlen % Cooperia; 15–25 % Haemonchus; 10–15 % Oesophagostomum; < 5 % Trichostrongylus). Wenn mindestens 30 % der Tiere in einer Herde (unabhängig von der Kategorie [stillende oder entwöhnte Kälber, Färsen, Erwachsene usw.]) etwa 250 EPG aufweisen, ist eine Behandlung der gesamten Herde gerechtfertigt, um Verluste aufgrund einer subklinischen Parasitose zu vermeiden .

Es ist natürlich wichtig anzuerkennen, dass die FEC-Ergebnisse unabhängig von den Ergebnissen (niedrig oder hoch) eine Gelegenheit für Tierärzte eröffnen könnten, sich mit Produzenten über Parasitologie auszutauschen. Wenn jedoch FECs als Grundlage für Ratschläge zu Kontrolloptionen verwendet werden, müssen auch zusätzliche Parameter berücksichtigt werden (wie Ergebnisse der Koprokultur, parasitologische Vorgeschichte und Haltungspraktiken des Betriebs, Epidemiologie, Gewichtszunahme, Milchproduktion und Wetterbedingungen); Andernfalls besteht die Gefahr, dass unangemessene Maßnahmen ergriffen werden.

Im Vergleich zu Rindern sind die Vorteile von FEC bei Schafen etwas klarer, obwohl FECs wie bei Rindern als zusätzliche diagnostische Informationen betrachtet werden sollten, die neben der Anamnese und den klinischen Symptomen berücksichtigt werden müssen. Eine sorgfältige Interpretation der Ergebnisse ist besonders wichtig, wenn die FEC niedrig ist.

Trotz der Unterschiede in der Fruchtbarkeit und Pathogenität zwischen Schaf-GIN, insbesondere bei jungen Tieren, korrelieren FECs besser mit der Wurmbelastung von Haemonchus contortus und Trichostrongylus spp. Eine weitere interessante Beobachtung ist, dass die Fruchtbarkeit erwachsener weiblicher Teladorsagia umgekehrt von der Dichte abhängt; Mit anderen Worten: Die Eiproduktion pro Wurm ist höher, wenn die Anzahl der Würmer im Darm gering ist [25].

Bei Ausbrüchen einer akuten GIN-Infektion kann die anfängliche mittlere FEC in einer Tiergruppe niedrig sein, da die Infektion noch nicht durchgängig ist. Insbesondere können präpatente Infektionen mit Nematodirus battus bei Lämmern und präpatente Infektionen mit H. contortus bei Schafen jeden Alters mit schweren Erkrankungen und sogar dem Tod einhergehen. Bei der Interpretation der FEC-Ergebnisse sollte immer berücksichtigt werden, dass die Eier von Würmern produziert wurden, die die Schafe drei oder vier Wochen zuvor aufgenommen hatten. FECs liefern keine Informationen über die Anzahl der zum Zeitpunkt der Probenahme im Tier vorhandenen juvenilen und vorzeitigen Nematoden.

Bei Schafen werden die FEC-Ergebnisse sinnvoll mit den Ergebnissen der Koprokultur kombiniert und beide können als Leitfaden für die Behandlung verwendet werden, insbesondere wenn H. contortus vorhanden ist.

In Australien wurden mehrere Leitfäden zur Entscheidungsfindung bei Regenfällen in mehreren geografischen Regionen entwickelt, um Landwirte dabei zu unterstützen, Interventionsentscheidungen auf der Grundlage von FECs zu treffen [26]. Tabelle 3 zeigt ein Beispiel einer Drench-Entscheidungsmatrix basierend auf dem aktuellen Ernährungsniveau, dem Tierzustand (Maß für die vorherige Ernährung) und den dominanten Wurmarten in einer Sommerregenregion. Diese FEC-Grenzwerte sind wertvoll, wenn die Tiere überwiegend mit Haemonchus und Trichostrongylus infiziert sind. Derzeit ist es nicht möglich, FEC-Grenzwerte für andere Helminthenarten zu ermitteln; Die Variabilität der Eiproduktion und der Wurmpathogenität zwischen verschiedenen Wurmarten hat die Verwirklichung dieses Ziels verhindert. Es ist zu beachten, dass diese Zahlen nur für Australien validiert sind.

Ein Leitfaden zur Interpretation der FEC-Ergebnisse ist auch für das Vereinigte Königreich und Irland verfügbar [27]. Diese Zahlen sind in den Tabellen 4 und 5 dargestellt und sollten zusammen mit anderen Faktoren (Epidemiologie, Vorgeschichte des Einsatzes von Antiparasitika, landwirtschaftliche Haltungspraktiken und Wetterinformationen) verwendet werden, um eine ganzheitlichere Empfehlung darüber zu geben, wann und wie (z. B. gezielte selektive Behandlung [TST ], TT) Tiere sollten behandelt werden.

Leitende Entscheidungen über die Notwendigkeit einer Behandlung (einschließlich strategischer Gründe).

Bestätigung des Parasitismus durch GIN und Differenzialdiagnose zu anderen Ursachen von Durchfall und Sparsamkeit [22].

Screening auf das wirksamste Anthelminthikum (oder eine Überprüfung der Behandlungswirksamkeit): Einzelheiten finden Sie im Punkt „Screening auf das wirksamste Anthelminthikum (oder eine Überprüfung der Behandlungswirksamkeit)“ im Abschnitt „In welchen Situationen kann FEC einen Mehrwert für Rinderbetriebe bieten?“. Weitere Informationen zum Vorgehen bei einer FECRT bei kleinen Wiederkäuern finden Sie in der COMBAR-Richtlinie [28].

Kontrolle nach dem Durchnässen. Einzelheiten finden Sie im Punkt „Kontrolle nach dem Durchnässen“ im Abschnitt „In welchen Situationen kann FEC einen Mehrwert für Rinderbetriebe schaffen?“.

Gezielte Behandlung oder TST, wie bereits erwähnt. Einzelheiten finden Sie im Abschnitt FEC: Fokus auf Schafe.

Bewertung der Weidekontamination durch die frei lebenden Weidestadien der wichtigsten GIN-Parasiten.

Identifizierung von Tieren mit niedrigen Trichostrongylid-Eierzahlen zur Verwendung als Zielphänotypen in Schafzuchtprogrammen.

Die im McMaster-Labor der Universität Sydney entwickelte McMaster-Methode ist die am häufigsten verwendete FEC-Technik in der Veterinärparasitologie und wird von der World Association for the Advancement of Veterinary Parasitology zur Bewertung der Wirksamkeit von Anthelminthika bei Wiederkäuern empfohlen [29] . Da die Nachweisgrenze für bestimmte Anwendungen relativ gering ist, wurden andere Techniken entwickelt, wie das Wisconsin-Protokoll, die verbesserte McMaster-Technik [30], Mini-FLOTAC und FECPAK, wobei die letzten beiden Anwendungen am weitesten verbreitet sind. Alle FEC-Techniken basieren jedoch auf dem Prinzip, dass der Kot mit einem Flotationsmedium vermischt wird und die Eier dann in einer anderen Art von Zählkammer gezählt werden.

Der Hauptunterschied zwischen dem modifizierten Wisconsin-Protokoll und der McMaster-Technik hängt mit den Zentrifugationsschritten zusammen. Ein Vergleich mehrerer FEC-Techniken zeigte, dass der Zentrifugationsschritt die konsistenteste Gewinnung von mehr Eiern aus Rinderkot ermöglichte als andere Methoden [31].

Wie beim McMaster-Protokoll gibt es mehrere Variationen der modifizierten Wisconsin-Technik, die von verschiedenen Labors verwendet werden [32].

Die Suche nach Methoden mit höherer Empfindlichkeit und Genauigkeit führte zur Entwicklung einer multivalenten Technik [33], bekannt als FLOTAC, zur qualitativen und quantitativen kopromikroskopischen Diagnose offener Endoparasiteninfektionen bei Tieren und Menschen. FLOTAC ist ein empfindlicher Test, der die Quantifizierung von 1 EPG Stuhl ermöglicht. Abhängig von der Art des Flotationsmediums ermöglicht es auch die Diagnose von Lungenwurmlarven (Dictyocaulus spp.) und Trematodeneiern (Fasciola hepatica). Die Vorteile der FLOTAC-Technik gegenüber der McMaster-Methode wurden in einer Umfrage zur Anthelminthikaresistenz bei Rindern gezeigt, da sie die Einbeziehung von Tieren mit einem FEC von < 50 EPG im Kot ermöglichte [34]. Allerdings ist FLOTAC zeitaufwändiger als die McMaster-Technik und erfordert eine Zentrifuge für die Platten. Diese Faktoren wurden bei der Entwicklung einer bequemeren Technik, des Mini-FLOTAC [7], berücksichtigt. Der Mini-FLOTAC erfordert keine Zentrifugation und verfügt über eine gute Empfindlichkeit, die den Nachweis von 5 EPGs ermöglicht.

Die FECPAK-Methode basiert auf einer Modifikation der McMaster-Technik und hat eine minimale Nachweisgrenze von 30–35 EPG von Kot [35]. Die ursprüngliche FECPAK-Methode wurde in Neuseeland entwickelt, um eine einfache Methode zur FEC-Schätzung auf dem Bauernhof bereitzustellen. Die aktualisierte FECPAKG2-Methode verwendet einen Flotations-Verdünnungs-Ansatz ähnlich der McMaster-Technik, beinhaltet jedoch die Erfassung digitaler Bilder von Proben ohne Verwendung eines Mikroskops. Die digitalen Bilder der Proben werden dann gespeichert und können von geschulten Technikern zur Identifizierung und Zählung von Nematodeneiern ausgewertet werden [36]. Jedes digitale Bild bleibt zu Referenz- und Prüfzwecken verfügbar. Für die Einrichtung des FECPAKG2-Tests sind keine spezielle Laborausrüstung oder technische Kenntnisse erforderlich, und die Vorbereitung kann problemlos vor Ort von einem Laien durchgeführt werden.

Alle oben genannten Techniken haben ihren eigenen spezifischen Wert und können in allen oben beschriebenen Situationen eingesetzt werden. Es ist jedoch zu beachten, dass die Technik umso besser für eine FECRT geeignet ist, je niedriger die Nachweisgrenze und je höher die Genauigkeit und Präzision ist. In Situationen, in denen der parasitologische Druck nicht hoch ist und niedrige FEC-Ergebnisse zu erwarten sind, werden Techniken mit einer niedrigen Nachweisgrenze bevorzugt. Wenn die Nachfrage nach den FEC-Ergebnissen dringend ist, ist FECPACK das einzige derzeit verfügbare stiftseitige Diagnosetool und ermöglicht eine sofortige Diskussion der Ergebnisse vor Ort mit dem Hersteller. Infolgedessen sind die Kosten von FECPACK im Allgemeinen höher als bei den anderen Techniken.

Tabelle 6 fasst die Merkmale der in diesem Artikel erwähnten FEC-Techniken zusammen.

Im Gegensatz zu den Eiern von Trichuris spp., Strongyloides spp., Capillaria spp., Nematodirus spp., Toxocara spp. und Skrjabinema spp., die anhand ihrer Morphologie leicht zu identifizieren sind, sind die Eier der meisten Strongylidengattungen (Haemonchus, Ostertagia, Trichostrongylus, Cooperia und Oesophagostomum) morphologisch ähnlich [16]. Aus diesem Grund lassen sich die Ergebnisse der Stuhluntersuchung am besten interpretieren, indem Strongyliden-FECs mit der Identifizierung von Larven im dritten Stadium (L3) verknüpft werden, die aus Stuhlkulturen gewonnen wurden, um die Anteile jeder vorhandenen Nematodengattung anhand der Anzahl der abgelegten Eier zu bestimmen [38]. Detaillierte Beschreibungen zur Differenzierung der infektiösen Larven von Nematodenparasiten von Schafen und Rindern finden sich in [39].

Die übliche Empfehlung besteht darin, 100 L3-Strongylenlarven zu identifizieren und die Ergebnisse als Prozentsatz auszudrücken. Ein häufiger Fehler ist die Einbeziehung von Strongyloides papillosus-Larven in die Ergebnisse. Der Grad der S. papillosus-Infektion muss während der FEC beurteilt werden, da es möglich ist, das kleine embryonierte Ei von den morulierten Strongyliden-Eiern zu unterscheiden. Es ist sehr wichtig zu berücksichtigen, dass S. papillosus auch eine Generation frei lebender Erwachsener entwickeln kann, die schnell Eier produzieren, was zu infektiösen Larven in Kotkulturen führt. Aus diesem Grund können selbst Kulturen, die anfänglich eine kleine Anzahl von S. papillosus-Eiern enthalten, am Ende eine große Anzahl von S. papillosus-L3-Larven enthalten. Daher sollte S. papillosus nicht in den Prozentsatz der in Stuhlkulturen identifizierten Nematodenlarven einbezogen werden [16]. Ebenso können Nematodirus-Eier, die größer und dunkler sind als andere Strongyliden-Eier, während der FEC leicht gezählt werden, ebenso wie die tonnenförmigen, dickschaligen Trichuris-Eier und die selten vorkommenden runden, dickschaligen Toxocara-Eier. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass in den Ergebnissen von Kotkulturen nur der Prozentsatz der Strongylidenlarven erscheinen sollte.

Die Kultivierung der Larven dauert weitere 7–14 Tage, und es ist erwähnenswert, dass Eier verschiedener Helminthen aufgrund der Lagerbedingungen des Kots und der Temperatur, bei der der Test stattfindet, nicht im gleichen Maße wie das L3-Larvenstadium schlüpfen und/oder sich entwickeln Die durchgeführte Untersuchung könnte eine Gattung gegenüber einer anderen begünstigen [40]. Daher ist es sicherer, die Ergebnisse der Larvenkultur als allgemeinen Hinweis auf die vorhandene Wurmpopulation zu verwenden, statt als genaue Bestimmung des FEC-Anteils jeder Gattung [41].

Da keine subklinischen Schwellenwerte für den Prozentsatz einer Helminthengattung definiert wurden, um Behandlungsentscheidungen zu beeinflussen, bietet eine Koprokultur wenig Hilfe bei der Bestimmung, ob eine Behandlung notwendig ist oder nicht. Koprokulturen sind jedoch nützlich, um festzustellen, welche Arten in einem Grundstück Resistenzen hervorrufen, nachdem ein FECRT für ein bestimmtes Produkt schlechte Ergebnisse gezeigt hat, und um die Epidemiologie der Parasiten zu verstehen.

Im Gegensatz zu Rindern werden Koprokulturen in Schafbetrieben häufig zur Entscheidungsfindung bei Tränkungen eingesetzt, vor allem weil der Anteil von Haemonchus und Trichostrongylus an der gesamten Wurmpopulation eine entscheidende Rolle bei der Entscheidung spielt, ob eine Behandlung erfolgen sollte (siehe Tabellen 3, 4, 5).

Fluorescein-markiertes Erdnuss-Agglutinin ist ebenfalls ein nützlicher und kostengünstigerer Test als die Koprokultur zur Differenzierung von Haemonchus-Eiern in FECs [42].

Der FAMACHA®-Bewertungstest wurde als TST-Indikator für Schafe entwickelt, hat sich aber auch für Tests bei Ziegen als nützlich erwiesen [43,44,45]. Voraussetzung für den erfolgreichen Einsatz dieses Hilfsmittels sowohl bei Schafen als auch bei Ziegen ist das Vorhandensein von H. contortus als Hauptparasit in der Helminthenpopulation.

Da H. contortus hämatophag ist, ist es möglich, die Farbe der Schleimhäute und die Werte der roten Blutkörperchen (Volumen der gepackten Zellen und Hämatokrit) als Anzeichen einer Parasitose zu verwenden. Das FAMACHA®-System besteht aus einer Farbkarte, die als Indikator dafür dient, welche Individuen einer Herde selektiv gegen Hämonchose behandelt werden sollten [46]. Die Farbe der Schleimhäute aller Schafe einer Herde wird regelmäßig anhand der FAMACHA®-Tabelle überprüft und nur Schafe mit blassen Schleimhäuten werden mit einem Anthelminthikum behandelt. Der Grundgedanke dieser selektiven Behandlung besteht darin, dass sie die Identifizierung und Behandlung klinisch betroffener Tiere ermöglicht, aber auch sicherstellt, dass diejenigen, die keiner Behandlung bedürfen, die Weide weiterhin mit Nematodeneiern kontaminieren und so möglicherweise Refugien für die Erhaltung der genetischen Vielfalt des Nematoden schaffen Verlangsamung/Verzögerung der Entwicklung einer Anthelminthika-Resistenz [47].

FAMACHA® sollte nicht als Auswahlkriterium bei der Diagnose nicht-hämatophager Parasiten verwendet werden [46]. Im Gegensatz dazu können der Diarrhoe-Score und der Body-Condition-Score sowie Rückgänge der Produktivität (Gewichtszunahme und Milchproduktion), der FECs und anderer TST-Indikatoren [48] zur Diagnose sowohl hämatophager als auch nicht hämatophager Parasiten herangezogen werden [49, 50]. ].

Durch die Anwendung des FAMACHA®-Diagramms kann die Häufigkeit der Behandlung mit Chemikalien deutlich reduziert werden, im Durchschnitt um > 50 % [46], wodurch die Resistenzentwicklung verlangsamt wird. Es bestehen jedoch Fragen hinsichtlich der Auswirkungen auf die Produktivität. Die meisten veröffentlichten Forschungsarbeiten zu diesem Thema deuten auf keine negativen Auswirkungen hin [51,52,53,54], die Autoren haben jedoch auf mögliche Verluste hingewiesen [46, 55], vor allem bei der Anwendung von FAMACHA© bei Lämmern [56, 57]. Das FAMACHA®-System gilt als eines der besten TST-Kriterien bei Mutterschafen [51, 52, 58]. Selbst wenn Haemonchus der Hauptparasit ist, wird jedoch nicht empfohlen, das FAMACHA®-System als ausschließliches Kriterium für TST bei heranwachsenden Lämmern zu verwenden. Das produktive Kriterium der Gewichtszunahme bei Lämmern kann im TST effektiv zur Kontrolle von GIN ohne produktive Verluste genutzt werden, unabhängig von einer Verbindung mit dem FAMACHA®-System [55, 56]. Darüber hinaus ist bekannt, dass das Vorhandensein von Fasciola und/oder Eimeria den Erfolg der FAMACHA®-Implementierung beeinträchtigen kann [59].

Der Enzymimmunoassay (ELISA) ist ein Immunoassay, der auf dem Nachweis von Wirtsantikörpern gegen Ostertagia ostertagi als Indikator einer Infektion beruht. Das ELISA-Ostertagia-System wurde ursprünglich für die Analyse einzelner Serumproben entwickelt. Es wurde jedoch weiterentwickelt und für die Anwendung auf Einzel- und Massenmilchanalysen evaluiert. Trotz der Tatsache, dass der Massenmilch-ELISA die frühere Exposition gegenüber dem Parasiten widerspiegelt, ist er eine interessante Alternative zur Überwachung des O. ostertagi-Infektionsstatus in Milchviehherden, da er eine schnelle und mäßig kostengünstige Diagnose von Parasitismus auf Herdenebene ermöglicht [60].

ELISA-Ergebnisse für Milch in großen Mengen können im Rahmen eines Programms zur Überwachung der Herdengesundheit zeitnahe Informationen über den Parasitenexpositionsstatus liefern. Eine regelmäßige Überwachung (ca. 4 Mal pro Jahr auf der Südhalbkugel und einmal pro Jahr in einer Umgebung mit Sommerweideperiode und Winterstallperiode) kann Trends bei den parasitenspezifischen Antikörperspiegeln und saisonale Schwankungen im Krankheitsstatus aufzeigen. Die Ergebnisse des Massenmilch-ELISA für O. ostertagi sind wirksam bei der Bestimmung produktionsbasierter Schwellenwerte, da sie einen nützlichen Indikator für subklinische Infektionen und den relativen Infektionsstatus einer Herde liefern [61, 62].

Ein kommerzielles ELISA-Kit zum Nachweis von Antikörpern gegen O. ostertagi in Milchproben ist bei Indical Bioscience (Leipzig, Deutschland) erhältlich. Die Antikörperspiegel werden als optisches Dichteverhältnis (ODR) ausgedrückt. Aus wirtschaftlicher Sicht besteht ein wichtiger Zusammenhang zwischen der ODR für Tankmilch und der Milchproduktion: Je höher die ODR, desto geringer ist die Milchproduktion der Herde [63]. Anti-O. Ostertagi-Antikörper in der Milch sind nützliche Indikatoren bei der Bewertung der Parasitenexposition und möglicher Produktionsverluste sowie als Grundlage für Kontrollpläne und Behandlungsentscheidungen [64,65,66].

Es wurde ein Diagramm erstellt, um dem Benutzer des Kits bei der Interpretation der Milchtestergebnisse im Großtank zu helfen (Abb. 2); Ergebnisse > 0,5 oder 0,8 ODR (abhängig von der geografischen Region) sind mit einem erhöhten Risiko von Produktionsverlusten aufgrund von GIN verbunden und können daher nach der Behandlung zu einer erhöhten Milchleistung führen. In einigen Betrieben mit hohen ODRs ist jedoch kein Behandlungseffekt erkennbar. Es ist zu beachten, dass dieser Schwellenwert nur für einige europäische Länder validiert wurde. Ähnlich wie bei vielen anderen diagnostischen Tests sollten die O. ostertagi-Antikörpertiter in der Milch nicht der alleinige Faktor bei der Entscheidungsfindung hinsichtlich der geschätzten Verluste und des möglichen Ansprechens auf die Behandlung sein.

Leitfaden zur Interpretation von Ostertagia ostertagi Enzyme-Linked-Immunosorbent-Assay-Titern (ODR) für Großtankmilch in Bezug auf mögliche Auswirkungen auf die individuelle tägliche Milchleistung in Milchviehherden. Um die Bedeutung der Infektion in einer bestimmten Herde einzuschätzen, sollte der ODR der Großtankmilch der Herde auf der Linie aufgetragen werden. Die wahrscheinliche Auswirkung dieses Befallsdrucks auf die durchschnittliche Milchleistung der Herde kann auf der Y-Achse abgelesen werden. ODR, optisches Dichteverhältnis

Die Konzentration/Spiegel von Pepsinogen im Blutplasma/Serum stehen im Zusammenhang mit dem Ausmaß der Labmagenschädigung, die durch Parasiten wie O. ostertagi verursacht wird. In der ersten Weidesaison korrelieren hohe Pepsinogenwerte bei Rindern mit dem Auftreten einer parasitären Gastroenteritis.

Bei Verdacht auf eine klinische Ostertagiose ermöglichen die Plasmapepsinogenspiegel eine „schnelle“ Diagnose auf Herdenebene. Darüber hinaus hat sich diese Technik als nützliches Überwachungsinstrument erwiesen, wenn sie bei Kälbern in der ersten Weidesaison im Stall eingesetzt wird, um die Parasitenexposition in der vergangenen Weidesaison zu bewerten. Zusammen mit der Managementgeschichte des Betriebs (z. B. Dauer der Weidesaison, Vorgeschichte antiparasitärer Behandlungen) ermöglichen die Ergebnisse eine Diskussion über die Parasitenbekämpfungsaktivitäten für das folgende Jahr. Mehrere Autoren haben Studien zum Zusammenhang zwischen Pepsinogenspiegeln und Wurmlast, Weideinfektiosität, Chemoprophylaxe und Gewichtszunahme veröffentlicht [67,68,69,70,71], und der Wert dieses Indikators für Überwachungszwecke wurde ebenfalls überprüft [72, 73].

Die Hauptnachteile der Plasma-Pepsinogen-Messung sind das Fehlen einer standardisierten Methode (der Vergleich der Ergebnisse verschiedener Laboratorien kann schwierig sein) und die Notwendigkeit einer invasiven Blutentnahme.

Leitlinien zur praktischen Umsetzung von Pepsinogenmessungen in landwirtschaftlichen Betrieben wurden bereits bereitgestellt [74]. Generell wird empfohlen, sechs bis sieben Tiere aus einer Gruppe von bis zu 40 Tieren im Stall zu testen und Informationen über die Länge der Weidesaison und die Intensität der chemischen Behandlung (Chemoprophylaxe) zu sammeln. Diese drei Faktoren können zur Beurteilung der Exposition als Indikator sowohl für die Wirksamkeit der Bekämpfung als auch für den Grad der erworbenen O. ostertagi-Immunität herangezogen werden. Durch Befolgen des Flussdiagramms in Abb. 3 [74] kann eine praktische Empfehlung zur Parasitenbekämpfung für das folgende Jahr entwickelt werden.

Flussdiagramm zur Bereitstellung von Ratschlägen zur Wurmbekämpfung bei Weidekälbern in der ersten Saison. Eine Weidesaison gilt als kurz, wenn sie ≤ 3 Monate dauert, und als lang, wenn sie ≥ 6 Monate dauert. „Sonstiges“ bedeutet, dass aufgrund der Unklarheit der verfügbaren Informationen keine Klassifizierung vorgenommen werden konnte [74]

Es ist zu beachten, dass diese Technik trotz ihres praktischen Nutzens vor Ort überwiegend von Forschern eingesetzt wird, vor allem aufgrund ihrer Kosten und der Verpflichtung zur invasiven Probenahme.

Der endgültige diagnostische Test für F. hepatica ist die Lebersektion, die eine äußerst genaue Diagnose einer Fasziolose liefert, wenn die Gallengänge sorgfältig präpariert werden [75]. Dies ist eindeutig keine praktische Option als Herdenmanagement-Instrument, da es nur postmortal durchgeführt werden kann [76].

Der am häufigsten verwendete Ante-Mortem-Diagnosetest ist der Nachweis von Eiern im Kot durch Sedimentations- oder Flotationstechniken, ausgedrückt als FEC [77]. Unveröffentlichte Daten der Tier- und Pflanzengesundheitsbehörde (APHA) des Vereinigten Königreichs zeigen, dass die Sedimentationstechnik empfindlicher ist als die Flotation in Zinksulfat (Hinweis: Eine Technik, die aus Sedimentation und anschließender Flotation besteht, wurde nicht bewertet). Die Sedimentationstechnik ermöglicht zudem eine einfache Unterscheidung der Eier von Leberegeln und denen von Pansenegeln. Trotz der Vorteile von Kotuntersuchungen zum Nachweis von Fasciola-Eiern beträgt der Zeitraum vor der Infektion von Fasciola je nach Wirtsart 8–10 Wochen; Daher sind Eizellenzählungen erst etwa 8 Wochen nach der Infektion sinnvoll. Darüber hinaus können andere Faktoren wie das Alter des Wirts, der Wassergehalt im Stuhl und die Anzahl der pro Probe getesteten Aliquots die Empfindlichkeit des FEC beeinflussen [78]. Aufgrund der Zurückhaltung von Eiern in der Gallenblase für mindestens zwei Wochen nach erfolgreicher Behandlung kann es zu falsch positiven oder falsch negativen Ergebnissen kommen [79]. Es ist erwähnenswert, dass wiederholte Tests oder Analysen von > 30 g Kot die Erkennungsrate auf bis zu 90 % erhöhen können [75, 80]. FEC kann ein schlechter Indikator für eine Infektion sein, wenn die Parasitenbelastung gering ist oder wenn nicht reproduzierende unreife Stadien wandern [81, 82].

Koprologische Sedimentations-/Flotationsmethoden sind in Routinediagnostiklaboren gut etabliert, und Methoden wie FLOTAC [33] und Flukefinder® [83] können auch zum Nachweis von F. hepatica-Eiern eingesetzt werden. Flukefinder® ist ein kommerziell erhältliches Eierkennungsgerät, das auf einer modifizierten Sedimentations- und Feinfiltrationstechnik basiert. Es wird häufig in veterinärmedizinischen Diagnoselabors in ganz Europa und Nordamerika eingesetzt [84]. Flukefinder® ist bei der Gewinnung von Flukeiern bei Rindern und Schafen wirksamer als die einfache Sedimentationsmethode [83].

Es wurde vermutet, dass Tiere mit nur 1–10 Parasiten langsamer wachsen als nicht infizierte Tiere [85]. In diesem Fall sind Diagnosewerkzeuge mit einer niedrigen Nachweisgrenze sehr wichtig. Aufgrund der hohen Empfindlichkeit der Schafe gegenüber diesem Parasiten kann es auch ratsam sein, auch bei Schafen eine geringe Flukenbelastung festzustellen.

Als Alternative zu FECs wurden leberegelspezifische ELISAs entwickelt, die routinemäßig bei Rindern und Schafen eingesetzt werden. Fasciola hepatica-ELISAs sind anpassbare Tests, die spezifische Antigene im Stuhl oder Antikörper in gepoolter oder einzelner Milch oder Seren nachweisen. Das schädlichste Stadium dieser Infektion im Endwirt tritt während der Migration unreifer Stadien auf, und das Versagen von FECs als Hilfsmittel zur Diagnose unreifer wandernder Stadien des Leberegels im Endwirt ist ein großer Nachteil dieser Methode. Im Vergleich dazu liegt ein großer Vorteil der ELISA-Tests in der Erkennung einer frühen Infektion. Darüber hinaus haben ELISA-Techniken eine verbesserte Sensitivität der Diagnose gegenüber koprologischen Methoden gezeigt [86, 87].

Es wurde gezeigt, dass der Nachweis von F. hepatica-Antigenen im Stuhl eine hohe Sensitivität und Spezifität aufweist [86, 88]. Der Koproantigen-ELISA erkennt ausscheidende/sekretorische Antigene, die von lebenden erwachsenen und spätunreifen Fasciola in den Kot ausgeschieden werden. Der MM3-Copro-ELISA (Bio-X Diagnostics, Rochefort, Belgien) erkennt nachweislich 100 % der Schafe mit einem Egel und 100 % der Rinder mit zwei Egeln [89]. Der erste Nachweis von F. hepatica-spezifischen Koproantigenen durch den MM3-Capture-ELISA erfolgte 1 bis 5 Wochen vor dem ersten Nachweis in der Eizahl. Bei Schafen, die experimentell infiziert und dann mit Flukizid behandelt wurden, waren Koproantigene 1 bis 3 Wochen nach der Behandlung nicht mehr nachweisbar. Der MM3-Copro-ELISA zeigte keine Kreuzreaktion, wenn er bei Koinfektionen mit Paramphistom, Kokzidien und/oder GINs getestet wurde [90, 91]. Daher könnte dieser Test anstelle der Stuhluntersuchung auf Fluke-Eier (da es sich möglicherweise um einen kostengünstigeren Test handelt) oder zur Bewertung der Flukizid-Wirksamkeit verwendet werden.

Ein weiteres verfügbares ELISA-Kit für die F. hepatica-Diagnose ist SVANOVIR® F. hepatica-Ab (Svanova-INDICAL Sweden AB, Uppsala, Schweden). Es wurde nachgewiesen, dass die Ergebnisse dieses Diagnosetools stark mit der Infektion (Anzahl der Saugwürmer in der Leber), den Antikörperspiegeln gegen F. hepatica und dem Verlust der Milchleistung oder des Schlachtkörpergewichts korrelieren [92, 93]. SVANOVIR® F. hepatica-Ab wurde bei Milch- und Fleischrindern anhand von Milch- bzw. Serum-/Fleischsaftproben validiert und ermöglicht so die Überwachung von Fasziolose in verschiedenen Phasen der Produktionskette, darunter in landwirtschaftlichen Betrieben, in Molkereien und bei der Schlachtung . In diesem Zusammenhang ist zu beachten, dass Fluke-Antikörper nach erfolgreicher Behandlung noch mehrere Monate persistieren können.

Blut-ELISA-Tests auf F. hepatica-Ab in Gebieten, in denen F. hepatica ungewöhnlich ist, können zur Diagnose einer Infektion verwendet werden. In Westeuropa kann dieser Test verwendet werden, um die Erstinfektion bei selbstgezüchteten erstjährigen Weidetieren anzuzeigen und so den Zeitpunkt des Anstiegs der Metazerkarien im Herbst zu ermitteln. Dadurch können Tiere bei akuter Fasziolose genauer behandelt werden.

Mehrere andere ELISA-Kits wurden für den Nachweis einer F. hepatica-Infektion in Milchproben aus Großtanks entwickelt. Sie können auch zur Beurteilung des Behandlungsansprechens in Milchviehherden eingesetzt werden. Es ist wichtig, die angewandten Behandlungsmaßnahmen, das Alter und die Melkdauer der Herde zu berücksichtigen, bevor die ELISA-Ergebnisse für Großtankmilch interpretiert werden [92].

Tabelle 7 listet die Leberegel-Diagnosetechniken und ihre Merkmale auf und gibt Hinweise zu den Situationen, in denen jede von ihnen eingesetzt werden kann [94].

Anhaltender Husten ist das häufigste klinische Zeichen einer Dictyokaulose bei Rindern. Vor allem in feucht-gemäßigten Regionen besteht der Verdacht auf eine Erkrankung bei jedem hustenden Vieh, das Zugang zur Weide hat, üblicherweise in der Mitte bis zum Ende der Weideperiode. Die klinischen Anzeichen von Husten, verminderter Belastungstoleranz und einer schweren, schnellen Atemfrequenz sind am einfachsten zu beobachten, wenn Kühe zum Melken gebracht oder zwischen Koppeln bewegt werden. Insbesondere beim Reinfektionssyndrom kann es auch zu einem plötzlichen Tod kommen. Die typische „Lungenwurmhaltung“, bei der Rinder mit ausgestrecktem Kopf und herausgestreckter Zunge stehen, kommt nicht in jedem Fall vor, sollte aber beobachtet werden. Subtilere Anzeichen von Gewichtsverlust und verringerter Milchleistung können das einzige klinische Merkmal sein.

Tabelle 8 zeigt mehrere infektiöse Organismen, die ähnliche klinische Symptome zeigen, und Begleitinfektionen sind nicht selten. Dies kann es schwierig machen, die relative Bedeutung des Lungenwurms einzuschätzen, wenn eine Krankheit beobachtet wird. Auf der Weide sollte der Lungenwurm als wahrscheinlicher „Stressor“ angesehen werden, der Krankheiten durch infektiöse Organismen ermöglicht, die sich von selbst nicht entwickeln würden. Beispielsweise können Infektionen mit Lungenwürmern zu einem Wiederauftreten des latent vorhandenen Virus der infektiösen bovinen Rhinotracheitis (IBR) führen, wobei regelmäßiges Husten ein Vehikel für die Ausbreitung von IBR darstellt [95].

Klinische Symptome beginnen normalerweise nach der zweiten Woche der Infektion; Allerdings sind sowohl der Baermann- als auch der ELISA-Test, die das Vorhandensein erwachsener Würmer nachweisen, erst ab dem 23. bis 28. Tag nach der Infektion positiv. Diese „diagnostische Lücke“ stellt eine Herausforderung dar, insbesondere wenn nur sehr wenige Tiere klinisch betroffen sind. Wichtig ist, dass Rinder, die vollständig oder teilweise immun sind, einschließlich solcher, die an einem „Reinfektionssyndrom“ leiden, normalerweise eine unreife Wurmbelastung aufweisen und dann in keinem der Tests positiv getestet werden. Während der Präpatenzperiode können bronchoalveoläre Lavagen unschätzbare Informationen liefern, sie gelten jedoch als zeitaufwändig und werden daher als diagnostisches Hilfsmittel wohl zu wenig genutzt. Die Diagnose kann bei Obduktionen leicht gestellt werden. Das ELISA-Diagnosekit für Lungenwürmer geht aufgrund seiner eingeschränkten geografischen Verfügbarkeit (nur im Vereinigten Königreich und in den Niederlanden) über den Rahmen dieser Übersicht hinaus.

Der Baermann-Test weist bei Kälbern eine hohe Sensitivität auf, wenn mindestens 30 g Kot untersucht werden [96]. Es sollten Einzelproben von mehreren Tieren analysiert werden, die klinische Anzeichen aufweisen. Bei einer durchschnittlichen Herdengröße von 73 Tieren (19 Färsen und 54 Kühe) sollten neun Färsen und 15 Kühe (zweite Laktation oder später) einzeln auf mindestens ein positives Ergebnis getestet werden [97]. Um die Wahrscheinlichkeit eines falsch negativen Tests zu verringern, ist es wichtig, dass die Proben gekühlt und schnell verarbeitet werden. Selbst wenn sie im Kühlschrank aufbewahrt werden, ist es wahrscheinlich, dass 20 % der Larven im ersten Stadium (L1) innerhalb von 24 Stunden nach der Probenahme sterben. Bei Raumtemperatur sind 60 % bzw. 80 % der L1-Larven nach 24 bzw. 48 Stunden gestorben [98]. Falsch positive oder falsch negative Ergebnisse können auftreten, wenn die Proben so lange belassen werden, dass aus Magen-Darm-Eiern L1-Larven geschlüpft sind und/oder der Lungenwurm L1 abgestorben ist.

Die Diagnostik ist eine der Säulen eines modernen Parasitenbekämpfungsprogramms. Best Practices zur Parasitenbekämpfung lassen sich wie folgt zusammenfassen: Behandlung des richtigen Tieres mit dem richtigen Produkt, mit der richtigen Dosis und zur richtigen Zeit und nicht zuletzt mit der richtigen Bewirtschaftung der Weide. Diese Aussage mag einfach sein, aber die Umsetzung bewährter Verfahren zur Parasitenbekämpfung bleibt für die meisten Tierärzte/Produzenten auf der ganzen Welt eine Herausforderung. In dieser Überprüfung haben wir zunächst die richtigen zu behandelnden Tiere identifiziert. Leider ist noch kein praktisches (stiftbasiertes, einfach zu bedienendes und geringe Verarbeitungszeit) kostengünstiges Diagnoseverfahren mit niedriger Nachweisgrenze, hoher Genauigkeit und hoher Präzision verfügbar. Wenn man jedoch weiß, welche Diagnosetools verfügbar sind und deren Vorteile und Grenzen kennt, kann man für jeden Produktionsvorgang die am besten geeignete Methode auswählen. Auch wenn die Ergebnisse einiger Diagnosetechniken möglicherweise nicht eindeutig sind, bilden sie, wenn sie zusammen mit anderen Betriebsdaten wie der Geschichte der Parasitenbekämpfung, der Parasitenepidemiologie, den Haltungspraktiken und dem Klima verwendet werden, die Grundlage für eine evidenzbasierte Diskussion zwischen Tierärzten und Produzenten zum Thema Nachhaltigkeit Parasitenbekämpfung. Parasiten haben Resistenzen gegen die meisten derzeit auf dem Markt erhältlichen Anthelminthika-Arzneimittelklassen entwickelt, und es ist unwahrscheinlich, dass die Entwicklung innovativer Produkte (die pharmazeutische Wirkstoffe mit neuen Wirkmechanismen enthalten) das Voranschreiten der Resistenzen übertreffen wird. Aus diesem Grund sollten alle Beteiligten der Parasitologie bei Wiederkäuern (Landwirte, Tierärzte, Forscher, Regulierungsbehörden und die Tiergesundheitsindustrie) an Praktiken arbeiten, die den Einsatz bewährter Verfahren für eine nachhaltige Parasitenbekämpfung ermöglichen. Eine ordnungsgemäße parasitologische Diagnose ist der erste Schritt in Richtung dieses Ziels.

Unzutreffend.

Eier pro Gramm (Kot)

Enzyme-linked Immunosorbent Assay

Anzahl der Kot-Eier

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Wir danken den folgenden Kollegen von Boehringer Ingelheim Animal Health für die Durchsicht des Inhalts: Dr. Sioned Timothy BVSc MSc MRCVS, Ruminants Technical Services Manager – Großbritannien und Irland; Dr. Diego Irazoqui – Technischer Direktor für Wiederkäuer – ROPU Südamerika; Dr. Roulber Silva – Marketing- und technischer Direktor für Wiederkäuer – Brasilien; Dr. Gareth Kelly – Manager für technische Dienste bei Wiederkäuern – Australien; Dr. Abi Chase – Manager für technische Dienste bei Wiederkäuern – Neuseeland; Dr. Peggy Thompsom – Stellvertretende Direktorin, Technisches Marketing – Cattle – USA; Dr. Jo Maris – Technischer Außendienstleiter Rinder – Belgien; Dr. Becky Fankhausen – Globale Innovation – USA.

Unzutreffend.

Boehringer Ingelheim Animal Health, Ingelheim am Rhein, Deutschland

Gustavo Adolfo Sabatini

Bundesuniversität Mato Grosso do Sul, Campo Grande, Brasilien

Fernando de Almeida Borges

Universität Gent, Gent, Belgien

Edwin Claerebout

University of Georgia, Athen, USA

Leonor Sicalo Gianechini

Schwedische Universität für Agrarwissenschaften, Uppsala, Schweden

Johan Höglund

St. George's University, St. George's, Westindische Inseln, Grenada

Ray Matthew Kaplan

Bundesuniversität Goias, Goiania, Brasilien

Welber Daniel Zanetti Lopes

Die ehemalige Tier- und Pflanzengesundheitsbehörde (APHA), Perth, Großbritannien

Sian Mitchell

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Laura Rinaldi

Freie Universität Berlin, Berlin, Germany

Georg von Samson-Himmelstjerna

Fiel & Steffan Associate Consultants, Tandil, Argentinien

Pedro Steffan

Universität Adelaide, Roseworthy, Australien

Robert Woodgate

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Konzeptualisierung: GS. Verfassen und Vorbereiten des Originalentwurfs des Manuskripts: GS. Schreiben, Überprüfen und Bearbeiten des Manuskripts: RK, FB, GSH, JH, LR, LG, PS, RW, SM, WL, EC. Alle Autoren haben das endgültige Manuskript gelesen, genehmigt und seiner Veröffentlichung zugestimmt.

Korrespondenz mit Gustavo Adolfo Sabatini.

Unzutreffend.

Dieses Papier ist ein Ergebnis des Ruminant Parasit'Xpert 2021, einer wissenschaftlichen Veranstaltung, die von Boehringer Ingelheim Animal Health (Ingelheim am Rhein, Deutschland) organisiert und gesponsert wird.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Sabatini, GA, de Almeida Borges, F., Claerebout, E. et al. Praktischer Leitfaden zur Diagnostik von gastrointestinalen Nematoden, Leberegeln und Lungenwurminfektionen bei Wiederkäuern: Interpretation und Verwendbarkeit der Ergebnisse. Parasiten Vektoren 16, 58 (2023). https://doi.org/10.1186/s13071-023-05680-w

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Eingegangen: 07. November 2022

Angenommen: 21. Januar 2023

Veröffentlicht: 08. Februar 2023

DOI: https://doi.org/10.1186/s13071-023-05680-w

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